第二部分 綜合性實驗
實驗1 神經(jīng)干動作電位的測定
【實驗目的】
1．學習生物電活動的細胞外記錄法。
2．觀察坐骨神經(jīng)干動作電位的基本波形、潛伏期、幅值及時程。
【實驗原理】
神經(jīng)組織屬于可興奮組織，當受到有效刺激時，膜電位在靜息電位的基礎上將發(fā)生一系列快速、可逆、可擴布的電位變化，即動作電位。動作電位可沿神經(jīng)纖維傳導，是神經(jīng)興奮的客觀標志。在神經(jīng)細胞外表面，已興奮的部位帶負電，未興奮部位帶正電。如果將兩個引導電極分別置于神經(jīng)干的表面，當神經(jīng)干一端受刺激興奮時，興奮向另一端傳導并依次通過兩個記錄電極，在顯示器上可記錄到兩個方向相反的電位偏轉波形，此波形稱為雙相動作電位。若在兩個引導電極之間夾傷神經(jīng)使其失去傳導興奮的能力，神經(jīng)興奮不能通過損傷部位，致使其中一個電極則成為電位恒定的參考電極。因此，只能記錄到一個方向的電位偏轉波形，此波形稱為單相動作電位。
此外，由于坐骨神經(jīng)干由許多神經(jīng)纖維組成，其產生的動作電位是許多神經(jīng)纖維動作電位的代數(shù)疊加，故上述電位又稱為復合動作電位。由于不同神經(jīng)纖維的興奮性不同，在一定范圍內，復合動作電位的幅度可隨刺激強度的增加而增大。
【實驗對象】
蛙或蟾蜍。
【實驗用品】
蛙類手術器械一套，神經(jīng)屏蔽盒，電子刺激器，計算機，生物信號采集處理系統(tǒng)，任氏液。
【實驗步驟】
1．制備坐骨神經(jīng)腓神經(jīng)標本 蟾蜍坐骨神經(jīng)腓神經(jīng)標本制備過程與坐骨神經(jīng)—腓腸肌標本的制作過程相仿。不同的是只分離神經(jīng)，而且盡可能分離得長一些，從脊椎旁的主干下沿腓神經(jīng)至踝關節(jié)止。神經(jīng)兩端用細線結扎后，置于任氏液中10min備用。
圖2-1 神經(jīng)干動作電位實驗裝置
2．連接實驗儀器裝置 一對記錄電極(R1、R2)與生物信號采集處理系統(tǒng)輸入通道相連；生物信號采集處理系統(tǒng)的刺激輸出與神經(jīng)屏蔽盒一對刺激電極（S1、S2)相連；神經(jīng)屏蔽盒接地電極接地（圖2-1)。
3．打開計算機，啟動生物信號處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，進入“肌肉神經(jīng)實驗-神經(jīng)干動作電位的引導”。點擊刺激設置圖標，參數(shù)設置見表2-1（可根據(jù)實驗實際情況調整各參數(shù))。
表2-1 儀器參數(shù)設置表
| 參數(shù) | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣頻率 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù) Y軸壓縮比 濾波 時間常數(shù) 靈敏度 | 同步觸發(fā)示波 通道1 AC 神經(jīng)干AP 500 10kHz 0.003s | 記憶示波 20μs 2：1 通道2 通道4 AC 記錄刺激標記神經(jīng)干AP 刺激標記 200～1000 5～50 4：1 64：1 10kHz | 0.625ms/div 20000Hz 通道1 AC 神經(jīng)干AP 200 10kHz 0.01s |
| 刺 激 器 參 數(shù) | 刺激模式 主周期 波寬 初幅度 增量 末幅度 脈沖數(shù) 延時 | 單刺激 0.05ms 100ms | 自動幅度調節(jié) 1s 0.1ms 0.2V 0.02V 1V 1 5ms | 單刺激 1 0.2ms 0.2(逐次遞增0.02V至1V) 1 1ms |
【觀察項目】
1．預實驗 目的是檢查整個實驗系統(tǒng)的工作狀態(tài)。將神經(jīng)屏蔽盒的所有電極用任氏液棉球擦拭，然后將一浸濕任氏液的棉線置于刺激電極、接地電極和記錄電極上。調節(jié)刺激強度由0V逐漸增大，觀察顯示器上是否有象正弦波那樣的50Hz交流電干擾。如有干擾，應檢查各儀器的接地情況，以排除干擾。當顯示器的掃描線上只有刺激偽跡和基本平滑的橫線時，表示無交流電干擾。停止刺激，取下棉線。
2．觀察復合動作電位 將神經(jīng)標本用玻璃分針輕輕搭在神經(jīng)屏蔽盒內的電極上，坐骨神經(jīng)粗的一端置于刺激電極上，細的一端置于記錄電極上。盒的底部放一浸濕任氏液的濾紙，以保持盒內的濕度，防止神經(jīng)干燥。蓋好屏蔽盒的蓋子，以減少電磁干擾。
（1)雙相動作電位 給予標本單刺激，刺激強度從最小開始，逐漸增加刺激強度, 找出剛能引起微小的雙相動作電位波形的刺激強度即閾強度。繼續(xù)增加刺激強度，觀察動作電位幅度在一定范圍內隨刺激強度增加而增大的變化情況，找出最大刺激強度。讀取雙相動作電位上下相的幅度和持續(xù)時間。（圖2-2)
（2)單相動作電位 在兩個記錄電極之間用眼科鑷夾傷神經(jīng)，便可見雙相動作電位只剩下向上的第一相，而向下的第二相則消失，此即單相動作電位。（圖2-2)
圖2-2 神經(jīng)干雙相動作電位（左)和單相動作電位（右)
【注意事項】
1．在神經(jīng)干標本制作過程中，切勿損傷神經(jīng)干，并常用任氏液保持神經(jīng)標本濕潤，但神經(jīng)及電極不能有水珠，以免短路。勿用手或金屬鑷子接觸神經(jīng)。
2．標本及兩端結扎線不可碰觸標本盒，也不可折疊返回，以免引起短路。
3．刺激偽跡是刺激電流沿神經(jīng)表面電解質溶液傳導到記錄電極下而被傳導、放大出來的電信號。刺激偽跡可指示刺激開始的時間。偽跡沒有潛伏期，其幅度隨刺激強度增大而增大，位相隨刺激極性的改變而改變。偽跡不可過大，以免影響動作電位的波形，可采取一定措施加以衰減。
4．實驗中如雙相動作電位為先下后上時，可對調兩輸入端的引導電極插頭。
【思考題】
1．采用細胞外記錄法所記錄的神經(jīng)干動作電位的原理是什么？
2．在引導神經(jīng)干雙相動作電位時，為什么動作電位的第一相的幅值比第二相的幅值大？
3．單根神經(jīng)纖維動作電位與神經(jīng)干復合動作電位有何區(qū)別？
4．在實驗中，神經(jīng)干復合動作電位的幅值可在一定范圍內隨刺激強度的增加而增大，這與“全或無”定律矛盾嗎？
（肖愛嬌 朱大誠)
實驗2 神經(jīng)興奮傳導速度的測定
【實驗目的】
了解神經(jīng)興奮傳導速度測定的基本原理和方法。
【實驗原理】
神經(jīng)纖維一端受到刺激而興奮后，其動作電位可沿細胞膜傳導至另一端，其傳導的速度取決于神經(jīng)纖維的粗細、溫度、有無髓鞘等因素。測定神經(jīng)纖維上動作電位傳導的距離（S)與通過這段距離所用的時間（t),即可根據(jù)V=S÷t求出動作電位的傳導速度。
【實驗對象】
蛙或蟾蜍。
【實驗用品】
蛙類手術器械一套，神經(jīng)屏蔽盒，電子刺激器，計算機，生物信號采集處理系統(tǒng)，任氏液。
【實驗步驟】
1．制備坐骨神經(jīng)-腓神經(jīng)標本 參見綜合性實驗1。
2．連接實驗儀器裝置 按圖2-3連接裝置，兩對記錄電極分別與生物信號放大系統(tǒng)的兩個通道相連。
3．打開計算機，啟動生物信號采集處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，進入“肌肉神經(jīng)實驗-神經(jīng)干興奮傳導速度的測定”。點擊刺激設置圖標，參數(shù)設置見表2-2（可根據(jù)實驗實際情況調整各參數(shù))。
| 參數(shù) | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣頻率 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù) Y軸壓縮比 濾波 時間常數(shù) | 同步觸發(fā)示波 通道1 通道2 AC AC 神經(jīng)干AP 1kHz 0.01s | 記憶示波 20μs 2：1 通道2 通道4 AC AC 神經(jīng)干AP AP傳導速度 200～1000 200～1000 4：1 4：1 10kHz 0.2s | 0.625ms/div 20000Hz 通道1 通道2 AC AC 神經(jīng)干AP AP傳導速度 200 200 10kHz 10kHz 0.01s 0.01s |
| 刺 激 器 參 數(shù) | 刺激模式 波寬 幅度 延時 | 單刺激
| 單刺激 0.1ms 1V 5ms | 單刺激 0.2ms 1V 1ms |
表2-2 儀器參數(shù)設置表
【觀察項目】
給予神經(jīng)一定強度的刺激，顯示器上分別記錄到前后兩個動作電位曲線（圖2-4)。移動生物信號采集處理系統(tǒng)的測量光標的掃描速度計算出兩個動作電位起點的間隔時間，即動作電位先后到達兩對記錄電極的時間差或動作電位從R1傳導到R3所需的時間（t)，再人工準確地測出R1到R3之間的距離（S)，并按電腦提示輸入數(shù)據(jù)，系統(tǒng)便會自動計算出傳導速度（m/s)。
【注意事項】
1．制備坐骨神經(jīng)腓神經(jīng)標本時，應越長越好，最好達到10cm以上，因此宜用大蟾蜍。
2．神經(jīng)干應平直地置于電極之上，兩端不可與屏蔽盒接觸，也不可把神經(jīng)干兩端纏繞于電極之上，兩端任其自然懸空。
3.應適時給神經(jīng)干滴淋任氏液，以保持標本濕潤。
4.應精確測量兩電極間的距離，以免傳導速度計算值出現(xiàn)人為的偏差。
圖2-3 神經(jīng)興奮傳導速度實驗裝置 圖2-4神經(jīng)干動作電位（兩對記錄電極)
【思考題】
1.按公式V=（S2- S1)/（T2- T1)計算的傳導速度比按公式V=S/T計算的要精確些，為什么？
2.本實驗所測得的傳導速度能否代表該神經(jīng)干中所有纖維的傳導速度，為什么？
（肖愛嬌 朱大誠)
實驗3 神經(jīng)纖維興奮性不應期的測定
【實驗目的】
1.了解測定不應期的原理和方法。
2．觀察神經(jīng)纖維在一次興奮過程中，其興奮性變化的規(guī)律。
【實驗原理】
可興奮組織在接受一次刺激而興奮后，其興奮性會發(fā)生周期性的變化，包括絕對不應期、相對不應期、超常期和低常期，然后再恢復到正常的興奮性水平。興奮性的高低或有無，可以通過閾值的大小來衡量。采用前后兩個刺激，第一個刺激稱為“條件刺激”，用來引起神經(jīng)的一次興奮；第二個刺激稱為“測試刺激”，用來測定神經(jīng)興奮性的改變。通過調節(jié)條件刺激與測試刺激之間的時間間隔，來測定神經(jīng)纖維的絕對不應期。
【實驗對象】
蛙或蟾蜍。
【實驗用品】
蛙類手術器械一套，神經(jīng)屏蔽盒，電子刺激器，計算機，生物信號采集處理系統(tǒng)，任氏液。
【實驗步驟】
1．制備坐骨神經(jīng)腓神經(jīng)標本 參見綜合性實驗1。
2．連接實驗儀器裝置 連接方法基本同實驗1。不同之處是用一導線將刺激器的監(jiān)視輸出連接到記錄系統(tǒng)的另一個通道上，此通道可監(jiān)視雙脈沖刺激。
3．打開計算機，啟動生物信號采集處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，進入“肌肉神經(jīng)實驗-神經(jīng)干興奮不應期的測定”。參數(shù)設置見表2-3（可根據(jù)實驗實際情況調整各參數(shù))。
【觀察項目】
1．引導動作電位 按刺激器參數(shù)輸出雙脈沖刺激神經(jīng)，調節(jié)脈沖之間的間隔時間，引導出先后兩個動作電位波形。在間隔時間較大時，可先后記錄出的兩個幅值相等的動作電位（圖2-5)。
2．相對不應期 逐漸縮短雙脈沖間隔時間，可見到兩個動作電位逐漸靠攏，直到第二個動作電位幅度開始降低（圖2-6)。然后再縮短間隔時間，使第二個動作電位降低到微小程度直到消失。從第二個動作電位幅度開始降低到消失，此時期為相對不應期。
| 參數(shù) | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣率 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù) Y軸壓縮比 濾波 時間常數(shù) | 同步觸發(fā)示波 通道1 AC 神經(jīng)干AP 1kHz 0.01s | 記憶示波 20μs 2：1 通道2 通道4 AC 記錄刺激標記 神經(jīng)干AP 刺激標記 200～500 50～100 8：1 16：1 0.2s | 0.625ms/div 20000Hz 通道1 AC 神經(jīng)干AP 200 10kHz 0.01s |
| 刺 激 器 參 數(shù) | 刺激模式 主周期 波寬 首間隔（間距) 增量 末間隔 脈沖數(shù) 延時 幅度 | 單刺激 10ms -0.5ms | 自動間隔調節(jié) 1s 0.1ms 10ms -0.2ms 1ms 2 5ms 1V | 串刺激 1 0.1ms 10ms（逐次遞減0.2ms) 1ms 2 5ms 1V |
表2-3 儀器參數(shù)設置表
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圖2-5雙脈沖刺激間隔時間較大時動作電位 圖2-6雙脈沖刺激間隔時間縮小時動作電位
3．絕對不應期 繼續(xù)縮短雙脈沖間距，使第二個刺激位于第一個動作電位的上升支和下降支的開始階段，此時期即使增加刺激強度，也不能引起第二個動作電位，這一時期為絕對不應期。
4．恢復 漸漸延長雙脈沖刺激的間距，使第二個動作電位再次出現(xiàn)。當間距時間達到一定數(shù)值時，第二個動作電位的幅度又與前一動作電位的幅度相等，則表明興奮性已恢復。
【注意事項】
同綜合性實驗1
【思考題】
1.神經(jīng)興奮不應期測定的原理。
2.組織發(fā)生興奮后，其興奮性的周期性變化有哪些？
3.神經(jīng)干不應期與單根神經(jīng)纖維的不應期有何不同？
4.不應期長短有何生理意義?
（肖愛嬌)
實驗4 蛙心搏動起源分析以及溫度對其自律性的影響
【實驗目的】
1.采用斯氏結扎法觀察蛙心起搏點，分析心臟興奮傳導途徑。
2.理解內環(huán)境穩(wěn)態(tài)的重要性。
【實驗原理】
哺乳動物心臟特殊傳導系統(tǒng)具有自律性，但各部分的自律性高低不同。正常情況下，竇房結自律性最高，它自動產生的興奮向外擴布，依次激動心房肌、房室交界、房室束、心室內傳導組織和心室肌，引起整個心臟興奮和收縮。由于竇房結是主導整個心臟興奮和跳動的正常部位，故稱之為正常起搏點；其他部位自律組織受竇房結的“搶先占領或超速驅動壓抑”控制，并不表現(xiàn)出它們自身的自動節(jié)律性，只是起著興奮傳導作用，故稱之為潛在起搏點。一旦竇房結的興奮不能下傳時，則潛在起搏點可以自動發(fā)生興奮，使心房或心室依從節(jié)律性最高部位的興奮節(jié)律而跳動。
哺乳類動物心臟的正常起搏點是竇房結。兩棲類動物心臟的正常起搏點是靜脈竇，在正常情況下，其心房和心室在靜脈竇沖動作用下依序搏動，只有當正常起搏點的沖動受阻時，“超速壓抑”解除，心臟的自律性次之的部位才可能顯示其自律性。本試驗利用結扎阻斷傳導通路的方法來確定蛙心起搏點和傳導途徑，并用改變蛙心不同部位局部溫度的方法來觀察溫度對心臟自律性的影響。
【實驗對象】
蛙或蟾蜍。
【實驗用品】
蛙類手術器械一套，蛙心夾，滴管，小離心管，棉球，絲線，任氏液。
【實驗步驟】
l．取蟾蜍或蛙一只，用探針破壞中樞神經(jīng)系統(tǒng)，仰臥位固定于蛙板上。
2．用剪刀剪開胸骨表面皮膚并自劍突向兩側角方向打開胸腔，剪開胸骨，可見心臟包在心包中，仔細剪開心包，暴露心臟。
3．剪開心包膜，參見圖2-7識別心房、心室、房室溝、動脈圓錐、動脈干、靜脈竇、竇房溝（半月線)。觀察靜脈竇、心房和心室的活動順序及各部位的速率。
4．在主動脈干下穿線備用。
|
【觀察項目】
l．觀察靜脈竇、心房、心室的活動順序及各部位在單位時間內的跳動次數(shù)。
2．觀察不同溫度下的心跳頻率
用盛有35℃～40℃熱水的小離心管（或用加熱的刺針柄)或用小冰塊先后分別地接觸心室、心房和靜脈竇以改變它們的溫度，并分別觀察和記錄心臟跳動有何變化？
3．按圖2-8所示，在靜脈竇和心房交界的半月形白線（竇房溝)處用線沿著半月形白線的近心尖側結扎 (斯氏第一扎)。觀察心房和心室的跳動是否停止？靜脈竇是否照常在跳動？
|
4．在第一結扎后，約經(jīng)15 min～30min，房室可恢復跳動（為促其恢復，可用鑷柄輕叩房室交界區(qū))。分別計數(shù)靜脈竇、心房和心室跳動頻率，注意觀察它們的跳動是否一致。
5．于房室交界處的房室溝進行第二結扎(斯氏第二扎)，以阻斷房-室間的興奮傳導，觀察并計數(shù)靜脈竇、心房、心室跳動情況。
6．松開結扎線，使心房、心室恢復跳動，并分別計算各部位的心跳次數(shù)，比較第一和第二結扎前后，靜脈竇、心房、心室跳動頻率，將實驗結果填入表2-4，分析心臟各部分的自律性及傳導順序。
表2-4 結扎不同部位對心臟各部跳動的影響
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| 靜脈竇 | 心房 | 心室 | ||||
| 結扎前 | |||||||
| 第一扎 | |||||||
| 第二扎 |
【注意事項】
1．破壞腦和脊髓要徹底。
2．剪胸骨和胸壁時，伸入胸腔的剪刀要緊貼胸壁，以免損傷心臟和血管。
3．在改變心臟某局部溫度操作中，所接觸的局部位置要準確，可暫不滴任氏液，盡量減少該局部溫度過快波及其他部位而影響結果。
4．實驗中經(jīng)常用任氏液濕潤心臟。
5．第一結扎時，注意勿扎住靜脈竇。第一結扎后，如心房、心室長時間不恢復跳動，可提前進行第二結扎而促使心房、心室恢復跳動。而每次結扎不宜扎得過緊過死，以能剛阻斷興奮傳導為合適。
6. 結扎后如心房和心室停跳的時間過長，可用玻璃分針給心房和心室以機械刺激，或者給心房心室加溫，促進心房心室恢復跳動。
【思考題】
1．分析本實驗每一項試驗結果的產生原因。根據(jù)實驗結果，可得出什么結論？
2．當靜脈竇局部溫度發(fā)生變化時，心率為何會隨之發(fā)生變化？與只改變心房或心室局部溫度所引起效應為什么不同？
3．如何解釋在結扎后，心房沒有立即恢復跳動？這一結果說明什么問題？
4．本實驗能否證實心房和心室的特殊傳導組織具有自動節(jié)律性？為什么？
（肖愛嬌 朱大誠)
實驗5 影響心臟活動的體液因素
【實驗目的】
1．學習離體蛙心的灌流方法。
2．觀察Na+、K+、Ca2+、腎上腺素(E)、乙酰膽堿(Ach)等體液因素對心臟活動的影響。
【實驗原理】
靜脈竇（蛙心起搏點)能按一定節(jié)律自動產生興奮，因此離體蛙心在適宜環(huán)境中，在一定時間內仍能產生節(jié)律性興奮和收縮活動。
此外，心臟活動還受體液和神經(jīng)的調節(jié)和影響。心臟的泵血功能和正常節(jié)律性活動有賴于心臟生活的理化環(huán)境的相對穩(wěn)定，如果理化環(huán)境被干擾或破壞，心臟活動就會受到影響。其中，心臟受植物神經(jīng)的雙重支配，交感神經(jīng)興奮時，其末梢釋放去甲上腎上腺素，使心肌收縮力加強，傳導增快，心率加快；而迷走神經(jīng)興奮時，其末梢釋放乙酰膽堿，使心肌收縮力減弱，心率減慢。蟾蜍或蛙的心臟離體后，只要用理化特性近似于其血漿的任氏液灌流，在一定時間內，可保持節(jié)律性收縮和舒張。改變灌流液的成分，心臟活動的頻率和幅度會隨之發(fā)生變化。
【實驗對象】
蛙或蟾蜍。
【實驗用品】
蛙類手術器械，任氏液，滴管，蛙心夾，蛙心插管，微調固定器，試管夾，鐵支架，滑輪，燒杯，絲線，張力換能器，生物信號采集處理系統(tǒng)，0.65﹪NaCl溶液，3﹪CaCl2溶液，1﹪KCl溶液，1:10000去甲腎上腺素溶液，1:10000乙酰膽堿溶液，1:10000普萘洛爾溶液，5×10-4阿托品溶液，3﹪乳酸，2.5﹪NaHCO3溶液。
【實驗步驟】
1．離體蛙心制備
(1)取蟾蜍一只，毀壞腦和脊髓，將其仰臥位固定于蛙板上。從劍突下將胸部皮膚向上剪開（或剪掉)，然后剪掉胸骨，打開心包，暴露心臟，用小鑷子提起心包膜，眼科剪剪去心包膜。仔細辨認心臟結構（圖3-7)。
(2)在主動脈干下方穿引兩根線。一條在主動脈上端結扎作插管時牽引用，另一根則在動脈圓錐上方，系一松結，用于結扎和固定蛙心插管。
(3) 動脈插管 左手持左主動脈上方的結扎線，用眼科剪在松結上方左主動脈根部剪一小斜口，右手將盛有少許任氏液的大小適宜的蛙心插管由此剪口處插入動脈圓錐。當插管頭部到達動脈圓錐時，再將插管稍稍后退，并轉向心室中央方向，在心室收縮期插入心室。判斷蛙心插管是否進入心室，可根據(jù)插管內任氏液的液面是否能隨心室的舒縮而上下波動而定。如蛙心插管已進入心室，則將預先準備好的松結扎緊，并固定在蛙心插管的側鉤上，以免蛙心插管滑出心室。剪斷主動脈左右分支。
(4) 游離心臟 輕輕提起蛙心插管以抬高心臟，用一線在靜脈竇與腔靜脈交界處做一結扎，結扎線應盡量下壓，以免傷及靜脈竇。在結扎線外側剪斷所有組織，將蛙心游離出來。用任氏液反復換洗蛙心插管內含血的任氏液，直至蛙心插管內無血液殘留為止。離體心臟已制備好，可供實驗。
2．連接實驗儀器裝置
（1)用試管夾將蛙心插管固定在鐵支架上，用蛙心夾在心室舒張期夾住心尖，并將蛙心夾的線頭通過滑輪連至張力換能器的懸梁臂上。此線應有一定的緊張度，但注意勿過度牽拉心臟。
（2)張力換能器輸出線接生物信號采集處理系統(tǒng)。
（3)打開計算機，啟動生物信號采集處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，進入“循環(huán)實驗—蛙心灌流”。使用鼠標單擊工具條上的“開始”命令按扭，從而啟動波形的記錄。根據(jù)信號窗口中顯示的波形，再適當調節(jié)實驗參數(shù)以獲得最佳的實驗效果參數(shù)設置見表2-5。
【觀察項目】
1．描記正常的蛙心搏動曲線，注意觀察心跳頻率、強度及心室的收縮和舒張程度。曲線的疏密：反映心跳的頻率；曲線的規(guī)律性：反映心跳的節(jié)律；曲線的幅度：反映心室收縮的強弱；曲線的基線：反映心室舒張程度。
2．把蛙心插管內的任氏液全部更換為0.65﹪NaCl溶液，觀察心跳變化。
3．吸出0.65﹪NaCl溶液，用任氏液反復換洗數(shù)次，待曲線恢復正常后，再在任氏液內滴加3﹪CaCl2溶液1～2滴，觀察心跳變化。
表2-5 儀器參數(shù)設置表
| 參數(shù) | MSP600 | Medlab系統(tǒng) | BL-410系統(tǒng) | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù)(增益) Y軸壓縮比 濾波 | 連續(xù)示波 | 記錄儀 2ms 50:1 通道1 DC 張力 50～100 4:1 | 1.0s/div 400Hz 通道1 DC 張力 5mV 10Hz |
4．吸出含CaCl2溶液的任氏液，用任氏液反復換洗，待曲線恢復正常后，在任氏液中滴加1﹪KCl溶液1～2滴，觀察心跳變化。
5．吸出含KCl的任氏液，用任氏液反復換洗，待曲線恢復正常后，再在任氏液中加1:10000去甲腎上腺素溶液1～2滴，觀察心跳變化。接著加入1:10000普萘洛爾溶液1～2滴,觀察心跳變化，然后，再加1:10000去甲腎上腺素溶液1～2滴，觀察與前面去甲腎上腺素的曲線有何不同？
6．用任氏液反復換洗，待曲線恢復正常后，再在任氏液中加1:10000乙酰膽堿溶液1～2滴，觀察心跳變化。接著加5×10-4阿托品溶液1～2滴，觀察心跳變化，然后再滴入1:10000乙酰膽堿溶液1～2滴，觀察心跳變化。
7．用任氏液反復換洗，待曲線恢復正常后，在任氏液中滴加2.5﹪NaHCO31～2滴，觀察心跳變化。
8．用任氏液反復換洗，待曲線恢復正常后，在任氏液中滴加3﹪乳酸1～2滴，觀察心跳變化。
【注意事項】
1．制備蛙心標本時，勿傷及靜脈竇。
2．每次換入灌流液或加試劑，一旦出現(xiàn)明顯效應后，應立即用任氏液換洗，以免心肌受損，而且必須待心跳恢復正常后方能進行下一步實驗。
3．蛙心插管內灌流液面高度應始終保持一致。
4．每次滴加藥品和換取任氏液，必須及時做標記。
5．經(jīng)常滴加任氏液于心臟表面使其保持濕潤狀態(tài)。
6．吸取任氏液和吸取蛙心插管內溶液的吸管應區(qū)分專用，不可混淆使用。而且，吸管不能接觸蛙心插管，以免影響實驗結果。
7．化學藥物作用不明顯時，可再適量滴加，密切觀察藥物劑量添加后的實驗結果。
8．固定換能器時，應稍向下傾斜，以免自心臟滴下的液體流入換能器內。
【思考題】
1．實驗過程中插管內的灌流液面為什么都應保持相同的高度？
2．那些因素對心臟收縮有影響？各種因素對心臟收縮活動有什么影響？分析各項結果所產生的原因。
3．了解機體環(huán)境對器官生存的影響。通過資料，了解當發(fā)生疾病時，機體內環(huán)境的改變特點。
（肖愛嬌)
實驗6 影響心輸出量的因素
【實驗目的】
1. 掌握蛙動、靜脈插管技術。
2. 觀察前、后負荷、心肌收縮性能對心輸出量的影響。
【實驗原理】
心輸出量（cardiac output, CO)是指每分鐘一側心室所射出的血量。它為每搏輸出量與心率的乘積。因此，心輸出量的多少取決于每搏輸出量和心率。每搏輸出量取決于心室舒張末期容積和心室射血能力，心室射血能力又與動脈血壓及心肌收縮性能有關。所以，影響心輸出量的主要因素是心室舒張末期容積、心肌收縮性能、動脈血壓和心率。在一定范圍內前負荷的增加，心肌收縮能力增加，心輸出量增加；超過一定范圍心輸出量反而減少。在一定范圍內后負荷的增加可引起前負荷相應增加從而使心輸出量保持不變，但超過一定范圍心輸出量減少。心肌收縮力增加心輸出量增加。心率在一定范圍內增加，心輸出量增加；但超過了一定范圍心舒張期充盈不足，可引起前負荷下降，故心輸出量反而減少。
【實驗對象】
蛙或蟾蜍。
【實驗用品】
恒壓貯液瓶，蛙類手術器械，細塑料管，任氏液，直尺，1ml注射器，小燒杯，20ml量筒，1:10000腎上腺素，1:10000乙酰膽堿，鐵支架，刺激器，刺激電極。
【實驗步驟】
1. 破壞蛙的腦和脊髓后，將蛙仰臥固定在蛙板上，沿腹白線剖開腹腔和胸腔，露出心臟、腹腔靜脈和主動脈。用玻璃分針穿過主動脈下方，將心臟翻向頭部，識別靜脈竇、后腔靜脈（下腔靜脈)、肝靜脈和前腔靜脈的解剖位置。后腔靜脈最粗位于肝葉背側的深部，需撥開肝葉才能看到。
2. 腔靜脈插管 在后腔靜脈下方穿兩根絲線，將其中一根穿過主動脈下方，再繞回結扎除后腔靜脈外的全部靜脈血管（注意：結扎時勿傷靜脈竇)；在后腔靜脈做一小切口，隨即把恒壓貯液瓶相連的塑料管向心插入靜脈，并結扎固定。同時讓少量液體緩慢輸入（注意：恒壓瓶要預先裝上任氏液，同時排盡整個管道的氣體)。
3. 主動脈插管 翻正心臟，分離結扎右側主動脈。在右側主動脈下方穿線并在動脈圓錐的上方剪一小口，將細塑料管向心插入動脈，并結扎固定。此時可見液體從細塑料管中流出，將細塑料固定與鐵支架上。
4. 恒壓貯液瓶中心管口為零點。零點與心臟水平之間的垂直距離決定了心臟的灌流壓。所以它的高低表示了前負荷的大小。鐵支架上細塑料管的最高點與心臟之間的距離，決定了心臟收縮所需克服的靜水壓，它的高度代表收縮時后負荷的大小。用刺激電極直接與心臟接觸，選擇比實驗動物自率較高的頻率，并能引起心臟收縮的強度的電刺激控制心率。
【觀察項目】
1．肉眼觀察心舒末容積和心肌收縮力。
2. 心室舒張末期容積（前負荷)對心輸出量的影響固定后負荷，改變前負荷，找最適前負荷。
（1)固定后負荷于5cmH2O。
（2)調整貯液瓶高度，使前負荷分別于5cmH2O，10cmH2O，15cmH2O……在每一個前負荷下記錄心輸出量（CO)，直至增加前負荷，CO不再增加為止（表2-6)。
表2-6 前負荷改變對CO、HR的影響
| 前負荷（cmH2O) | CO ml/min | HR beats/min |
| 5 10 15 20 25 |
2. 動脈血壓（后負荷)對心輸出量的影響
(1)將前負荷固定于20cm左右，后負
荷置于10cm處，人工控制心率，記錄
1min流出的液體量。將動脈塑料管插管
緩慢抬高，當肉眼觀察到流出液體明顯
減少或完全停止時，測定此時后負荷的
高度（A cm)，并記錄1min內流出的液
體量。
(2)在10cm與A cm之間等距離找兩點分別測定1min內流出的液體量。以后負荷為橫坐標，以心輸出量為縱坐標，繪制心輸出量-后負荷關系曲線。
3. 心肌收縮能力對心輸出量的影響
(1) 滴加腎上腺素溶液（1:10000)2～3滴，作用1min～2min，記錄各參數(shù)，繪制心功曲線。
(2) 滴加乙酰膽堿溶液2～3滴，作用1min～2min，記錄各參數(shù)，繪制心功曲線。
4. 心率對心輸出量的影響
將前負荷固定于20cm，后負荷固定于10cm左右，改變人工起搏頻率，記錄不同頻率時的心輸出量；繪制心輸出量-心率關系曲線。
【注意事項】
1.手術時不要損傷靜脈竇。
2.整個實驗中管道不要扭曲，輸液管道中不得存有氣泡。
3.保持標本濕潤，心臟表面經(jīng)常滴加任氏液，防止組織干燥。
4.實驗時貯液瓶零點不應太高。
【思考題】
1. 什么是最適前負荷？如何找最適前負荷？
2. 何謂心肌收縮性能？受哪些因素影響？
（肖愛嬌)
實驗7 家兔減壓神經(jīng)放電
【實驗目的】
1．觀察家兔在體減壓神經(jīng)傳入沖動的發(fā)放。
2．學習在體記錄神經(jīng)活動的方法。
3. 觀察動脈血壓變化與減壓神經(jīng)放電的關系，加深對減壓反射的理解和認識。
【實驗原理】
當機體處于不同的生理狀態(tài)或機體內、外環(huán)境發(fā)生變化時，可引起各種心血管反射，使心輸出量和各器官的血管收縮狀況發(fā)生相應的改變，動脈血壓也可發(fā)生變化。這些心血管反射主要包括頸動脈竇和主動脈弓壓力感受性反射、心肺感受器引起的心血管反射、頸動脈體和主動脈體化學感受性反射等。其中，壓力感受性反射（bororeceptor reflex)在平時經(jīng)常地起作用。當動脈血壓升高或降低時，壓力感受器的傳入沖動也隨之增加或減少，通過中樞機制引起心率、心肌收縮力、心輸出量、血管阻力等發(fā)生相應變化，使動脈血壓降低或回升，從而調節(jié)血壓相對穩(wěn)定，這一反射稱為降壓反射。家兔降壓反射的主動脈弓壓力感受器的傳入神經(jīng)在頸部單獨成一束，與迷走神經(jīng)和頸交感神經(jīng)伴行，稱為主動脈神經(jīng)或減壓神經(jīng)。它是降壓反射的傳入神經(jīng)，可將感受器感受血壓變化的傳入沖動傳送到中樞。用電生理學實驗方法可引導、顯示、記錄減壓神經(jīng)放電，并用監(jiān)聽器監(jiān)聽減壓神經(jīng)放電的聲音，幫助試驗者加深對減壓反射的理解和認識。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，兔手術臺，生物信號采集處理系統(tǒng)，引導電極，電極架，注射器，玻璃分針，燒杯，棉球及絲線，紗布，皮兜架，滴管，液體石蠟，生理鹽水，利血平，20﹪氨基甲酸乙酯，1:10000腎上腺素，1:10000乙酰膽堿。
【實驗步驟】
1．手術
（1)麻醉和固定 用 20﹪氨基甲酸乙酯，按5ml/kg體重（1g／kg體重)的劑量從兔耳緣靜脈緩慢注入，待動物麻醉后，取仰臥位固定于兔手術臺上。
（2)分離頸部血管和神經(jīng) 頸部剪毛，作長5cm～7cm的正中切口，鈍性分離皮下組織和淺層肌肉后，沿縱行的氣管前肌和斜行的胸鎖乳突肌間鈍性分離，將胸鎖乳突肌向外側分開，即可見到深層位于氣管旁的血管神經(jīng)束，仔細辨認并小心地分離左側的減壓神經(jīng)，下穿濕絲線備用，分離時特別注意不要過度牽拉，并隨時用生理鹽水濕潤。然后分離右側的頸總動脈，穿線備用。
（3)氣管插管 在氣管下穿線，于甲狀軟骨下1～2個環(huán)狀軟骨間用粗剪刀剪開氣管的一半，并向下方作一m.52667788.cn/hushi/縱切口，使切口呈倒“T”形。插入氣管插管，并用備好的線固定。(圖2-9)
圖2-9 氣管插管示意圖
（4)頸總動脈插管 分離右側頸總動脈平甲狀軟骨上緣，約2cm～3cm（盡量向頭端分離，但不要損傷其分支)，近心端用動脈夾夾閉，遠心端用線扎牢。在結扎處的近端剪一以45°角斜向近心端的小口，向心臟方向插入已注滿肝素的動脈插管（注意管內不應有氣泡，如有氣泡，將影響記錄使血壓變化的幅度，用線將插管與動脈扎緊，并固定)。（圖2-10)
圖2-10 頸總動脈插管示意圖
（5)安置電極 用玻璃針輕輕地把減壓神經(jīng)放到引導電極上，用溫石蠟油棉花遮蓋神經(jīng)以防干燥并起絕緣、保溫作用。注意神經(jīng)不可牽拉過緊，記錄電極應懸空并固定于電極支架上，不能觸及周圍組織。將接地線就近夾在皮膚切口組織上。
2．連接實驗儀器裝置
（1)神經(jīng)放電引導電極接到生物信號采集處理系統(tǒng)第1通道上，記錄減壓神經(jīng)放電。
（2)頸總動脈插管通過壓力換能器輸入到生物信號采集處理系統(tǒng)第2通道上，記錄動脈血壓曲線變化。
（3)打開計算機，啟動生物實驗處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，進入“循環(huán)實驗—兔減壓神經(jīng)放電”。點擊刺激器設置，參數(shù)設置見表2-7（可根據(jù)實驗實際情況調整各參數(shù))。再點擊菜單“實驗模塊”，選擇“監(jiān)聽—打開監(jiān)聽”，并確定。
表2-7 儀器參數(shù)設置表
| 參數(shù) | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣頻率 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù) Y軸壓縮比 濾波 時間常數(shù) | 同步觸發(fā)示波 通道1 DC 神經(jīng)放電 5000 1kHz 0.001s | 記憶示波 20μs 200：1 通道1 通道2 AC DC 神經(jīng)放電 血壓 10000～50000 100～200 8：1 4：1 | 2.5s/div 通道1 AC 張力 100 30Hz |
【觀察項目】
1．正常減壓神經(jīng)放電 觀察減壓神經(jīng)的群集放電的節(jié)律、波形和幅度。群集放電的節(jié)律與心率同步，其幅度約為30μV～100μV，其大小隨血壓高低而變。一簇群集放電的波形呈三角形，幅度先大后小。見圖2-11。在監(jiān)聽器中減壓神經(jīng)放電的聲音類似火車開動樣的“轟轟”聲。
|
|
a：原始圖 b：積分圖
圖2-11 減壓神經(jīng)群集性放電
2．壓迫頸動脈竇 觀察減壓神經(jīng)群集性放電和動脈血壓曲線的變化。
3．夾閉頸動脈 觀察減壓神經(jīng)群集性放電和動脈血壓曲線的變化。
4．注射腎上腺素 從耳緣靜脈注射1: 10000腎上腺素 0.3ml，注意觀察血壓上升的高度，上升過程中減壓神經(jīng)群集放電頻率的變化，何時開始增多？何時不能分辨出群集形成？并持續(xù)觀察到血壓恢復至正常為止。
5．注射乙酰膽堿 從耳緣靜脈注射1: 10000乙酰膽堿 0.3ml，觀察血壓與減壓神經(jīng)群集放電頻率的變化以及二者的關系，并記錄動脈血壓，看降低到何種程度時減壓神經(jīng)的群集放電才減少或完全停止；以及其恢復過程。
6．切斷減壓神經(jīng)，分別在中樞端和外周端記錄神經(jīng)放電，有何不同？
【注意事項】
1．麻醉不宜過淺，以免動物躁動，產生肌電干擾。
2．儀器和動物均要接地，并注意適當屏蔽。
3．分離神經(jīng)時動作要輕柔，不要牽拉；分離后及時滴加溫熱液體石蠟，以防止神經(jīng)干燥，并可保溫。
4．保持神經(jīng)與引導電極接觸良好；引導電極不可觸及周圍組織，以免帶來干擾。
【思考題】
1．正常減壓神經(jīng)放電的基本波形有何特征？
2. 靜脈注射腎上腺素、乙酰膽堿后，減壓神經(jīng)放電頻率、幅度有何變化？腎上腺素、乙酰膽堿是如何影響動脈血壓的？
3．減壓神經(jīng)放電和動脈血壓有何關系？
4．根據(jù)本實驗結果，分析減壓神經(jīng)是傳出神經(jīng)還是傳入神經(jīng)？
5．理解減壓反射的生理意義。
（肖愛嬌 朱大誠)
實驗8 心血管活動的神經(jīng)體液調節(jié)
【實驗目的】
1．學習哺乳類動物動脈血壓的直接測量方法。
2．通過觀察動脈血壓的變化，掌握心血管活動的神經(jīng)和體液調節(jié)。
【實驗原理】
心臟和血管的活動受神經(jīng)、體液和自身機制的調節(jié)。支配心臟的傳出神經(jīng)主要為心交感神經(jīng)和心迷走神經(jīng)，心交感神經(jīng)興奮可致心率加快，房室交界的傳導加快，心房肌和心室肌的收縮能力加強，而心迷走神經(jīng)興奮可致心率減慢，心肌收縮能力減弱，房室傳導速度減慢。絕大多數(shù)血管平滑肌受自主神經(jīng)支配，主要是交感縮血管神經(jīng)纖維，興奮時使血管收縮，外周阻力增加，同時由于容量血管收縮，靜脈回流增加，心輸血量亦增加。神經(jīng)系統(tǒng)通過心血管反射(如壓力感受性反射等)調節(jié)心血管的活動，改變心輸出量和外周阻力，從而調節(jié)動脈血壓。
心血管活動除受神經(jīng)調節(jié)外，還受體液因素的調節(jié)，其中最主要的為腎上腺素和去甲腎上腺素。腎上腺素可與α和β兩類腎上腺素能受體結合，使心率加快，收縮力加強，傳導加快，心輸出量增加。其對血管的作用取決于血管平滑肌上兩類受體分布的情況。一般來說，在整體情況下，小劑量腎上腺素主要引起體內血液重新分配，對總外周阻力影響不大，但大劑量的腎上腺素亦可使外周阻力明顯升高。去甲腎上腺素主要激活α受體，所以其作用主要是引起外周血管廣泛收縮，通過增加外周阻力而使動脈血壓升高，對心臟的直接作用遠較腎上腺素為弱，而且在外源性給予時，常因明顯的升壓作用而通過竇弓反射引起反向性心率變慢，血壓出現(xiàn)雙峰曲線。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
生物實驗處理系統(tǒng)，壓力換能器，動脈插管，兔手術臺，哺乳動物手術器械，活動雙凹夾，試管夾，鐵支柱，三通管，刺激器電極，雙極保護電極，注射器（ lm1三只，5m1、20m1各一只)，有色絲線、紗布，脫脂棉花，20﹪氨基甲酸乙酯，生理鹽水，1∶1000肝素，1:10000去甲腎上腺素，1:10000腎上腺素，1:10000乙酰膽堿。
【實驗步驟】
1.手術準備
(1)麻醉 動物稱重后，用20﹪氨基甲酸乙酯5m1/kg（或1﹪戊巴比妥鈉，2.5 ml～3ml/kg)由兔耳緣靜脈緩慢注入（圖2-12)。注射中注意觀察動物肌張力、呼吸頻率及角膜反射的變化，防止麻醉過深。
（2)動物固定 將麻醉好的動物仰臥位固定于兔手術臺上，頸部放正，必要時可在頸部下方墊一小墊，將頸部墊高，以便手術。
（3)分離頸部血管和神經(jīng) 頸部剪毛，作長5cm～7cm的正中切口，分離皮下組織和淺層肌肉后，沿縱行的氣管前肌和斜行的胸鎖乳突肌間鈍性分離，將胸鎖乳突肌向外側分開，即可見到深層位于氣管旁的血管神經(jīng)束，仔細辨認并小心地分離左側的迷走神經(jīng)和減壓神經(jīng)，下穿不同顏色的濕絲線備用，分離時特別注意不要過度牽拉，并隨時用生理鹽水濕潤。然后分離雙側的頸總動脈，穿線備用。
(4)氣管插管 在氣管下穿線，于甲狀軟骨下1～2個環(huán)狀軟骨間用粗剪刀剪開氣管的一半，并向下方作一縱切口，使切口呈倒“T”形。插入氣管插管，并用備好的線固定。
（5)頸總動脈插管
圖2-12兔耳緣靜脈注射示意圖
2. 儀器準備
（1)將壓力換能器的輸出端與三通管相連。其中三通管的一端連接動脈插管，用注射器將肝素通過三通管緩慢注入換能器和動脈插管內，將換能器和動脈插管內的空氣排盡（注意：注入肝素前應保證換能器通過動脈插管與大氣相通，否則注入肝素時將會使換能器內壓力劇升而損壞換能器)。
（2)將壓力換能器的輸入端與生物實驗處理系統(tǒng)的前面板CH1接口相連，將刺激電極插頭與生物實驗處理系統(tǒng)的前面板刺激器接口相連。
（3)調節(jié)參數(shù)
選擇“實驗模塊”菜單中的“循環(huán)實驗”菜單項，以彈出“循環(huán)實驗”子菜單。在“循環(huán)實驗”子菜單中選擇“兔動脈血壓調節(jié)”實驗模塊。放開動脈夾，記錄動脈血壓。根據(jù)信號窗口中顯示的波形，再適當調節(jié)實驗參數(shù)以獲得最佳的實驗效果。
【觀察項目】
（1)正常血壓曲線 動脈血壓隨心室的收縮和舒張而變化。心室收縮時血壓上升，心室舒張時血壓下降，這種血壓隨心動周期波動稱為“一級波”（心搏波)，其頻率與心率一致。此外可見動脈血壓亦隨呼吸而變化，吸氣時血壓先是下降，繼則上升，呼氣時血壓先是上升，繼則下降。這種波動叫“二級波”（呼吸波)，其頻率與呼吸頻率一致。有時還可見到一種低頻率（幾次到幾十次呼吸波為一周期)的緩慢波動，稱為“三級波”，可能與心血管中樞的緊張性周期有關。
（2)夾閉一側頸總動脈 用動脈夾夾閉左側頸總動脈5s～10s，觀察血壓變化。
（3)牽拉頸總動脈殘端 手持右側頸總動脈遠心端的結扎線，或用止血鉗挾住殘端，向心臟方向輕輕拉緊，然后做有節(jié)奏的往復牽拉（約2s～5s)，持續(xù)5s～10s，注意勿拉脫結扎線，觀察血壓變化。
（4)刺激減壓神經(jīng) 先用雙極保護電極刺激完整的左側減壓神經(jīng)，使用鼠標單擊工具條上的“刺激”命令按扭，或者從“基本功能”菜單中選擇“刺激”命令項中的“啟動刺激”命令。觀察血壓變化（血壓如不下降，應檢查刺激器是否有輸出或所刺激的是否為減壓神經(jīng))。然后在神經(jīng)游離段（應有1.5cm～2cm長)的中部做雙重結扎，在兩結扎線的中間剪斷減壓神經(jīng)，以同樣的刺激參數(shù)分別刺激其中樞端和外周端，觀察血壓變化。
（5)刺激迷走神經(jīng) 結扎并剪斷左側迷走神經(jīng)，刺激其外周端，使用鼠標單擊工具條上的“刺激”命令按扭，或者從“刺激”菜單中選擇“啟動刺激”命令。觀察血壓變化。
（6)靜脈注射去甲腎上腺素 由耳緣注射0.01﹪去甲腎上腺素0.2m1～0.3m1，觀察血壓變化。
（7)靜脈注射腎上腺素 由耳緣注射1:10000腎上腺素0.2m1～0.4ml，觀察血壓變化。
（8)靜脈注射乙酰膽堿 由耳緣注射1:10000乙酰膽堿0.2m1～0.3m1，觀察血壓變化。
【注意事項】
1．麻醉動物注射麻醉藥時，要注意注入的速度，一般前1/3快推，中1/3 中速，后1/3慢速并注意觀察動物的角膜反射和呼吸。
2. 分離暴露頸動脈鞘時，需注意保持血管神經(jīng)的自然位置，以便判定減壓神經(jīng)。
3. 操作切忌粗暴，隨時用生理溶液濕潤組織以保持活性。忌用金屬器械觸及、夾捏神經(jīng)。
4．每項實驗后，應等血壓基本恢復并穩(wěn)定后再進行下一項。
5. 每次注射藥物后應立即注入少量生理鹽水，以防止藥液殘留在針頭內及局部靜脈中，影響下一種藥物使用的效果。
【思考題】
1．正常血壓的一級波、二級波及三級波各有何特征？其形成機制何在？
2．夾閉頸總動脈與牽拉頸總動脈殘端的實驗結果有何不同，如何聯(lián)系起來推斷出結論？
3．刺激完整的減壓神經(jīng)及其中樞端和外周端，血壓各有何種變化？為什么？
4．比較去甲腎上腺素和腎上腺素對血壓的影響有何不同，為什么？
5．動脈血壓是如何保持相對穩(wěn)定的？
6．實驗結束前，可采用股動脈放血觀察不同失血量對心血管活動的影響。
7. 處死動物的方法有哪些?
（肖愛嬌)
實驗9 人體肺容量和肺通氣量的測定
【實驗目的】
1．學習應用肺量計測定正常人體肺容量和肺通氣量的基本實驗方法。
2．掌握人體潮氣量、肺活量、時間肺活量等的正常值。
【實驗原理】
肺的主要功能是進行氣體交換，肺內氣體與外界大氣不斷進行交換，吸入氧氣、排出二氧化碳，以維持內環(huán)境中氧氣、二氧化碳濃度的相對穩(wěn)定，保證細胞新陳代謝的正常進行。肺通氣是指氣體進出肺的過程，肺容量是指肺容納的氣體量，而肺通氣量是指單位時間內吸入或呼出的氣量。其中潮氣量、肺活量、時間肺活量等在一定程度上可反映肺的容量和通氣功能。因此，潮氣量、肺活量、時間肺活量等的測定可作為衡量肺功能的重要指標。
【實驗對象】
人。
【實驗用品】
肺量計，盛冷開水的塑料盒，橡皮吹嘴，鼻夾，氧氣，碳酸鈉鈣，墨水，75﹪酒精棉球。
【實驗步驟】
1．肺量計的結構和使用方法
肺量計（圖2-13)主要由一對套在一起的圓筒所組成：外筒是裝清水的水槽，槽底有排水閥門可以放水，水槽中央有進氣管，管的上端露出水面，管下端有通向槽外的三通閥門，呼、吸氣體即經(jīng)此出入。內筒為倒置于水槽中的浮筒，可隨呼吸氣體的進出而升降。肺量計頂部有進氣接頭，可由此向筒內充入氣體；浮筒容量約 6L～8L，一般為鋁制，重量較輕；筒頂連有細鋼絲繩，通過滑輪架在另一端懸一平衡錘，錘的重量恰能與浮筒的重量相平衡。
當三通閥門開放時，呼吸氣可經(jīng)通氣管進出肺量計，浮筒即隨之上下移動，根據(jù)浮筒的升降從刻度標尺上可讀出氣體容量，并由描筆記錄在專用記錄紙上。專用記錄紙上印有表示容積的直格和表示走紙速度的橫格，一般一小直格為100ml，一橫格為 25mm/s。
2．實驗準備
（1)將儀器水平放置，支架插入支架座內，吊絲經(jīng)滑輪與浮筒頂部的調節(jié)螺帽固定。
（2)調節(jié)水平調節(jié)盤，使肺量計的內筒、外筒不相接觸，能自由升降。
（3)肺量計內裝入適量清水，調整調節(jié)螺帽，使肺量計不充氣時記錄筆尖處于零位。
（4)在肺量計的二氧化碳吸收器中裝入碳酸鈉鈣。
（5)打開肺量計的進氣接頭，使筒內充滿空氣（或氧氣)4L～5L，然后關閉接頭。
（6)裝好記錄紙，記錄筆中灌足墨水，并與記錄紙接觸，整機接上電源。
（7)受試者閉目靜立（或坐)，口中銜好用75﹪酒精棉球消毒過的橡皮吹嘴，并用鼻夾夾鼻，練習用口呼吸2min～3min。
（8)打開電源開關和記錄開關，用50mm/min（1橫格/30s)的走紙速度描記呼吸曲線。
圖2-13 肺量計外部正面觀
l．螺紋管 2．電源開關 3．記錄開關 4．變速器開關 5．氧氣接頭 6．0位調節(jié)螺帽
7．滑輪 8．支架 9．浮筒 10．記錄筆 11．記錄紙座架 12．三通管
【觀察項目】
1．潮氣量、補吸氣量、補呼氣量和肺活量（圖2-14)
（1)潮氣量 被測者靜坐（或靜立)，平靜呼吸，描記正常呼吸曲線30s，計算5次吸入或呼出氣量的平均值。
（2)補吸氣量 平靜呼吸數(shù)次后，在一次平靜吸氣末，再繼續(xù)吸氣直至不能再吸氣為止，所吸的氣量（小直格數(shù)×100ml)即為補吸氣量。
（3)補呼氣量 平靜呼吸數(shù)次后，在一次平靜呼氣末再繼續(xù)呼氣直至不能再呼為止，所呼出的氣量即為補呼氣量。
（4)肺活量 平靜呼吸數(shù)次后，受試者盡力作最大吸氣后，作最大限度的呼氣，所呼出的氣量即為肺活量。重復2～3次。取最大一次的肺活量記錄。
2．時間肺活量
（1)肺量計內重新裝新鮮空氣4L～5L。調節(jié)好筆尖位置以便描記。
（2)受試者口銜吹嘴，夾住鼻子，用口呼吸。開動慢鼓（0.83mm/s)，記錄平靜呼吸3～4次后，令受試者作最大限度的吸氣，在吸氣之末屏氣1s～2s，此時開動快鼓（25mm/s)，然后用最快的速度作用力深呼氣，直到不能再呼為止。隨即停止走紙。從記錄紙上測出第一、第二和第三秒鐘內的呼出氣量，并計算它們各占全部呼出氣量的百分率（圖2-15)。
3．每分通氣量和最大通氣量
（1)每分通氣量 每分通氣量=潮氣量×呼吸頻率。
（2)最大通氣量 受試者站立，先進行平靜呼吸數(shù)次后，按主試者口令，在15s內盡力作最深最快呼吸。用50mm/min的走紙速度描記呼吸曲線， 15s內吸入或呼出的總氣量×4即為最大通氣量。
圖2-14 肺活量組成成分分析曲線
1.潮氣量 2.補吸氣量 3.補呼氣量 4.肺活量
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圖2-15 時間肺活量曲線
【注意事項】
1．肺量計中的水應在實驗前4h灌足，使水溫與室溫相平衡。橡皮吹嘴在實驗前需用75﹪酒精棉球消毒后，浸于冷開水中備用。更換受試者時,應重新消毒。
2．每次測定前受試者都應練習幾次，測定時受試者不應看著描筆呼吸。
3．碳酸鈉鈣變?yōu)辄S色即不宜使用。
4．測定時應注意防止從鼻孔或口角漏氣，以免影響測定結果。
【思考題】
1．根據(jù)各項指標的正常值，判斷受試者的肺通氣功能是否正常。
2．潮氣量的測定為什么要取平均值？肺活量的測定為什么要取最大值？
3．肺活量的測定有何意義？與時間肺活量的測定的意義有何不同？
4．測定最大通氣量時，為什么只進行15s深呼吸而不是1min?
5．如何評價肺容量與肺通氣量？
（肖愛嬌 崔艷茹)
實驗10 家兔膈神經(jīng)放電
【實驗目的】
1．學習引導兔在體膈神經(jīng)放電的電生理學實驗方法。
2．觀察膈神經(jīng)自發(fā)放電與呼吸運動的關系。
【實驗原理】
呼吸運動的節(jié)律來源于呼吸中樞，呼吸肌屬于骨骼肌，其活動依賴膈神經(jīng)和肋間神經(jīng)的支配。腦干呼吸中樞的節(jié)律性活動通過膈神經(jīng)和肋間神經(jīng)下傳至膈肌和肋間肌，從而產生節(jié)律性呼吸肌舒縮活動，引起呼吸運動。因此引導膈神經(jīng)傳出纖維的放電，可直接反映腦干呼吸中樞的活動，同時能加深對呼吸運動調節(jié)的認識。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，生物信號采集處理系統(tǒng)，兔手術臺，氣管插管，神經(jīng)放電引導電極，壓力換能器或呼吸換能器，固定支架，U型皮兜固定架，注射器（30ml，20ml，lml)，50cm長橡皮管一條，玻璃分針，二氧化碳氣囊，20﹪氨基甲酸乙酯，生理鹽水，液體石蠟（加溫至 38℃～40℃)，尼可剎米注射液。
【實驗步驟】
1．手術
（1)麻醉和固定 用20﹪氨基甲酸乙酯5ml／kg體重由兔耳緣靜脈注射，待動物麻醉后，取仰臥位固定于兔手術臺上。
（2)氣管插管 剪去頸部兔毛，沿頸部正中切開皮膚，用止血鉗鈍性分離氣管，在甲狀軟骨以下剪開氣管，插入Y形氣管插管，用棉線將氣管插管結扎固定。氣管插管的兩個側管各連接一3cm長的橡皮管。將插氣管插管的一個側管的尾端的塑料套管連到壓力換能器（套管內不充灌生理鹽水)上。
（3)分離頸部膈神經(jīng) 膈神經(jīng)由第4、5頸神經(jīng)的腹支匯合而成。先將動物頭頸略傾向對側，用止血鉗在術側頸外靜脈與胸鎖乳突肌之間向深處分離直至見到粗大橫行的臂叢神經(jīng)叢。在臂叢的內側有一條較細的由頸4、5脊神經(jīng)分出的如細線般的神經(jīng)分支，即為膈神經(jīng)。膈神經(jīng)橫過臂叢神經(jīng)并和它交叉，向后內側行走，貼在前斜角肌腹緣表面，與氣管平行進入胸腔。用玻璃分針在臂叢上方分離膈神經(jīng)2cm～3cm，穿線置外周端（近心臟)備用。
（4)分離迷走神經(jīng) 分離兩側迷走神經(jīng)，穿線備用。
（5)安置電極 頸部另一側接地。借助于U型架作好皮兜，并注入38℃液體石蠟保溫，防止神經(jīng)干燥。用玻璃分針將膈神經(jīng)放至引導電極上。注意神經(jīng)不可牽拉過緊，引導電極應懸空，不要觸及周圍組織。
2. 連接實驗儀器裝置
（1)神經(jīng)放電引導電極接到生物信號采集處理系統(tǒng)第1通道上，記錄膈神經(jīng)放電。
（2)壓力換能器或呼吸換能器輸入到生物信號采集處理系統(tǒng)第2通道上，記錄呼吸運動變化。
（3)打開計算機，啟動生物實驗處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，進入“呼吸實驗—膈神經(jīng)放電”。參數(shù)設置見表2-8（可根據(jù)實驗實際情況調整各參數(shù))。再點擊菜單“實驗設置”，選擇“監(jiān)聽-打開監(jiān)聽”，并確定。
表2-8 儀器參數(shù)設置表
| 參數(shù) | MSP600 | Medlab系統(tǒng) | BL-410系統(tǒng) | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù)(增益) Y軸壓縮比 濾波 | 同步觸發(fā)示波 通道1 DC 神經(jīng)放電 5000 1kHz | 記錄儀 25µs 20:1 通道1 通道3 AC DC 生物電放電 呼吸 500 500 64:1 4:1 | 2.5s/div 通道1 DC 張力 100 30Hz |
【觀察項目】
1．正常呼吸時的膈神經(jīng)放電 觀察動物正常呼吸時的胸廓的運動、呼吸運動和膈神經(jīng)放電曲線的關系，通過監(jiān)聽器監(jiān)聽與吸氣運動相一致的膈神經(jīng)放電聲。膈神經(jīng)放電見圖2-16。
2．二氧化碳濃度升高后的膈神經(jīng)放電 將CO2氣囊上的注射器針頭插入氣管插管內，打開CO2氣囊上的螺旋夾，氣囊加壓，使CO2沖入氣管內，觀察膈神經(jīng)放電和呼吸運動的變化。
3．注射乳酸后的膈神經(jīng)放電 由兔耳緣靜脈注射3﹪乳酸2ml，觀察膈神經(jīng)放電與呼吸運動的變化。
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a：原始圖 b：積分圖
圖2-16 兔膈神經(jīng)群集性放電
4．增加無效腔時的膈神經(jīng)放電 于氣管插管的另一側管上連接50cm長橡皮管一條，觀察膈神經(jīng)放電與呼吸運動的變化。出現(xiàn)明顯效應后立即去掉橡皮管，待呼吸運動和膈神經(jīng)放電曲線恢復正常后再進行下一項內容的觀察。
5．注射尼可剎米后的膈神經(jīng)放電 由兔耳緣靜脈注入稀釋的尼可剎米 lml（內含50mg)，觀察膈神經(jīng)放電和呼吸運動的變化。待呼吸運動和膈神經(jīng)放電曲線恢復正常后再進行下一項內容的觀察。
6．肺牽張反射時的膈神經(jīng)放電
（1)肺擴張反射時的膈神經(jīng)放電 觀察一段正常呼吸運動后，在一次呼吸的吸氣末，將氣管插管的另一側管（呼吸通氣的側管)連一30ml注射器（內裝有20ml空氣),同時將注射器內事先裝好的20ml空氣迅速注入肺內，使肺維持在擴張狀態(tài)，觀察呼吸運動和膈神經(jīng)放電的變化。出現(xiàn)明顯效應后立即放開堵塞口。
（2)肺縮小反射時的膈神經(jīng)放電 當呼吸運動恢復后，于一次呼吸的呼氣末，同上用注射器抽取肺內氣體約20ml，使肺維持在萎縮狀態(tài)，觀察呼吸運動和膈神經(jīng)放電的變化。出現(xiàn)明顯效應后立即放開堵塞口。
（3)切斷迷走神經(jīng)前后的膈神經(jīng)放電 先切斷一側迷走神經(jīng)，觀察呼吸運動和膈神經(jīng)放電的變化。再切斷另一側迷走神經(jīng)，觀察呼吸運動和膈神經(jīng)放電的變化。然后用中等強度電流刺激一側迷走神經(jīng)中樞端，再觀察呼吸運動和膈神經(jīng)放電的變化。在切斷兩側迷走神經(jīng)后，重復上述肺內注氣和從肺內抽氣的試驗，觀察呼吸運動及膈神經(jīng)放電的改變。
【注意事項】
1．分離膈神經(jīng)動作要輕柔，分離要干凈，不要讓凝血塊或組織塊粘著在神經(jīng)上。
2．如氣溫暖和，可不作皮兜。改用溫熱液體石蠟條覆蓋在神經(jīng)上。
3．引導電極盡量放在膈神經(jīng)遠端，以便神經(jīng)有損傷時可將電極移向近端。注意動物和儀器的接地良好，以避免電磁干擾對實驗結果的影響。
4．每項試驗做完，待膈神經(jīng)放電和呼吸運動恢復后，方可繼續(xù)下一項試驗，以便前后對照。
5．膈神經(jīng)放電的觀察系其群集放電的頻率、振幅。呼吸運動的觀察是指它的頻率和深度。
6．用注射器自肺內抽氣時，切毋過多，以免引起動物死亡。
【思考題】
1．增高二氧化碳濃度、增加無效腔、注射尼可剎米、切斷迷走神經(jīng)干對呼吸運動的頻率、深度和膈神經(jīng)放電頻率、振幅各有何影響？為什么？
2. 本實驗結果能否說明膈神經(jīng)放電與呼吸運動的關系？為什么？
3．膈神經(jīng)與迷走神經(jīng)在肺牽張反射中各起什么作用？試述黑-伯反射的反射弧及其生理意義。
4．試描述膈神經(jīng)放電的形式。與減壓神經(jīng)放電形式相比較，有何不同？
（肖愛嬌)
實驗11 家兔呼吸運動的影響因素
【實驗目的】
1．學習測定呼吸運動及胸膜腔內壓的實驗方法。
2．觀察神經(jīng)和體液因素對呼吸運動及胸膜腔內壓的影響。
【實驗原理】
正常節(jié)律性呼吸運動是呼吸中樞節(jié)律性活動的反映，是在中樞神經(jīng)系統(tǒng)參與下，通過多種傳入沖動的作用，反射性調節(jié)呼吸的頻率和深度來完成的。其中較為重要的調節(jié)活動有呼吸中樞的直接調節(jié)和肺牽張反射、化學感受器等的反射性調節(jié)。因此體內外各種刺激可以作用于中樞或通過不同的感受器反射性地影響呼吸運動。
平靜呼吸時，胸膜腔內壓力雖然隨著呼氣和吸氣而升降、隨著呼吸深度的變化而變化，但其數(shù)值始終低于大氣壓力而為負值，故胸膜腔內壓也稱為胸內負壓。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，兔手術臺，氣管插管，注射器（20ml，5ml)，50cm長橡皮管一條，生物信號采集處理系統(tǒng)，張力換能器，壓力換能器，紗布，絲線，刺激電極，胸內插管或粗穿刺針頭，碳酸鈉鈣瓶，20﹪氨基甲酸乙酯溶液或1﹪戊巴比妥鈉，3﹪乳酸溶液，二氧化碳球囊，生理鹽水。
【實驗步驟】
1．手術
（1)麻醉和固定 用 20﹪氨基甲酸乙酯，按 5ml/kg體重（1g／kg體重)或用1﹪戊巴比妥鈉，按3.0ml/kg～3.5ml/kg的劑量從兔耳緣靜脈緩慢注入，待動物麻醉后，取仰臥位將兔固定于兔手術臺上。
（2)氣管插管 剪去頸部、劍突和右側胸部的毛。沿頸部正中切開皮膚，用止血鉗鈍性分離氣管，在甲狀軟骨以下剪開氣管，插入Y形氣管插管，用棉線將氣管插管結扎固定。氣管插管的兩個側管各連接一3cm長的橡皮管。（參見綜合性實驗8)
（3)分離迷走神經(jīng) 在頸部分離出兩側迷走神經(jīng)，在神經(jīng)下穿線備用。手術完畢后用熱生理鹽水紗布覆蓋手術傷口部位。（參見綜合性實驗8)
（4)游離劍突軟骨 切開胸骨下端劍突部位的皮膚，并沿腹白線切開約2cm左右，打開腹腔。用紗布輕輕將內臟沿膈肌向下壓；暴露出劍突軟骨和劍突骨柄，辨認劍突內側面附著的兩塊膈小肌，仔細分離劍突與膈小肌之間的組織并剪斷劍突骨柄（注意壓迫止血)，使劍突完全游離。此時可觀察到劍突軟骨完全跟隨膈肌收縮而上下自由移動；此時用彎針鉤住劍突軟骨，使游離的膈小肌經(jīng)劍突軟骨和張力換能器相連接。
（5)插胸內套管 將胸內套管尾端的塑料套管連至壓力換能器（套管內不充灌生理鹽水)。在兔右胸腋前線第4～5肋骨之間，沿肋骨上緣作一長2cm的皮膚切口，用止血鉗把插入點處的表層肌肉稍稍分離。將胸內插管的箭頭形尖端從肋間插入胸膜腔后（此時可記錄到曲線向零線下移位并隨呼吸運動升高和降低，說明已插入胸膜腔內)，迅速旋轉90º并向外牽引，使箭頭形尖端的后緣緊貼胸廓內壁，將插管的長方形固定片同肋骨方向垂直，旋緊固定螺絲，胸膜腔將保持密封而不致漏氣。
也可用粗的穿刺針頭（如腰椎穿刺針)代替胸內套管，則操作更為方便，無需切開皮膚及分離表層肌肉。將穿刺針頭尾端的塑料套管連至壓力換能器（套管內不充灌生理鹽水)，再將穿刺針頭沿肋骨上緣順肋骨方向斜插入胸膜腔，看到上述變化后，用膠布將針尾固定在胸部皮膚上，以防針頭移位或滑出。
2．連接實驗儀器裝置
（1)張力換能器連至生物信號采集處理系統(tǒng)第1通道上，記錄呼吸運動曲線。
（2)壓力換能器連至生物信號采集處理系統(tǒng)第2通道上，記錄胸膜腔內壓曲線。
（3)打開計算機，啟動生物信號采集處理系統(tǒng)，點擊菜單“輸入信號”，按計算機提示逐步進入呼吸運動的調節(jié)的實驗項目。
【觀察項目】
1．平靜呼吸 記錄正常呼吸運動和胸膜腔內壓曲線，作為對照，觀察曲線與呼吸運動的關系，比較吸氣時和呼氣時的胸膜腔內壓，讀出胸膜腔內壓數(shù)值。
2．用力呼吸 在吸氣末和呼氣末，分別夾閉氣管插管兩側管，此時動物雖用力呼吸，但不能呼出肺內氣體或吸入外界氣體，處于憋氣的用力呼吸狀態(tài)。觀察和記錄此時對呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的最大幅度，尤其觀察用力呼氣時胸膜腔內壓是否高于大氣壓。
3．增加吸入氣中二氧化碳濃度 將裝有二氧化碳的球囊導氣管口對準氣管插管逐漸松開螺旋夾，使二氧化碳氣流緩慢地隨吸入氣進入氣管，觀察高濃度二氧化碳對呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的影響。呼吸運動發(fā)生明顯變化后，夾閉二氧化碳球囊，觀察呼吸運動和胸膜腔內壓曲線恢復的過程．
4．低氧 將氣管插管的側管通過碳酸鈉鈣瓶與盛有一定容量空氣的氣囊相連。這時家兔呼吸時，吸入氣囊空氣中的氧，但它呼出的二氧化碳被碳酸鈉鈣吸收。因此呼吸一段時間，氣囊內的氧越來越少，但二氧化碳含量并沒有增多。觀察動物低氧時呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的變化情況。
5．增大無效腔 將50cm長的橡皮管用小玻璃管連接在側管上，家兔通過此橡皮管進行呼吸。觀察經(jīng)一段時間后的呼吸運動和胸膜腔內壓曲線變化。呼吸發(fā)生明顯變化后即去掉橡皮管，使其恢復正常。
6．血中酸性物質增多 用5ml注射器，由耳緣靜脈較快地注入3﹪乳酸2ml，觀察此時呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的變化。
7．切斷迷走神經(jīng) 描記一段對照呼吸曲線后，先切斷一側迷走神經(jīng)，觀察呼吸運動和胸膜腔內壓曲線有何變化。再切斷另一側迷走神經(jīng)，觀察呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的變化。然后用中等強度電流刺激一側迷走神經(jīng)中樞端，再觀察呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的變化。
8．氣胸 剪開前胸皮膚肌肉，切斷肋骨，打開右側胸腔，使胸膜腔與大氣相通，引起氣胸。觀察肺組織萎縮、胸膜腔內壓消失、呼吸運動曲線等的變化情況。
【注意事項】
1．氣管插管時，應注意止血，并將氣管分泌物清理干凈。氣管插管的側管上的夾子在呼吸運動實驗過程中不能更動，以便比較實驗前、后呼吸運動和胸膜腔內壓曲線的幅度變化。
2．每項觀察項目前均應有正常描記曲線作為對照。每項觀察時間不宜過長，出現(xiàn)效應后應立即去掉施加因素，待呼吸運動恢復正常后再進行下一項觀察。
3．經(jīng)耳緣靜脈注射乳酸時，注意不要刺穿靜脈，以免乳酸外漏，引起動物躁動。電極刺激迷走神經(jīng)中樞端之前，一定要調整好刺激強度，以免因刺激強度過強而造成動物全身肌肉緊張，發(fā)生屏氣，影響實驗結果。
4．插胸內套管時，切口不宜過大，動作要迅速，以免過多空氣漏入胸膜腔。如用穿刺針，不要插得過猛過深，以免刺破肺組織和血管，形成氣胸和出血過多。如果穿刺針刺入較深而未見壓力變化，應轉動一下針頭或變換一下角度或拔出，看針頭是否被堵塞。此法雖簡便易行，但針頭易被血凝塊或組織塊所堵塞，應加以注意。
【思考題】
1. 平靜呼吸時，如何確定呼吸運動曲線與吸氣和呼氣運動的對應關系？ 比較吸氣、呼氣、憋氣時的胸膜腔內壓。
2．二氧化碳增多、低氧和乳酸增多對呼吸運動有何影響？其作用途徑有何不同？
3．在平靜呼吸時，胸膜腔內壓為何始終低于大氣壓？ 在什么情況下胸膜腔內壓可高于大氣壓？
4.切斷兩側迷走神經(jīng)前后，呼吸運動有何變化？迷走神經(jīng)在節(jié)律性呼吸運動中起什么作用？
（肖愛嬌)
實驗12 消化道平滑肌生理特性
【實驗目的】
1．學習家兔離體小腸標本制作方法。
2．觀察哺乳動物胃腸平滑肌運動的一般特性。
3．觀察某些因素對離體小腸平滑肌活動的影響。
【實驗原理】
在整個消化道中，除口、咽、食管上端和肛門外括約肌是骨骼肌外，其余部分都是由平滑肌組成的。消化道平滑肌的特性與骨骼肌不同，其興奮性較骨骼肌為低，具有自動節(jié)律性、較大的伸展性，對牽張、溫度和化學刺激比較敏感。胃腸平滑肌的收縮反應主要由副交感神經(jīng)控制。肌細胞膜上富含M膽堿能受體，M受體激動劑和拮抗劑均可明顯影響其收縮反應。本實驗觀察離體小腸平滑肌在模擬內環(huán)境（離子成分、晶體滲透壓、酸堿度、溫度、氧分壓等方面類似于內環(huán)境)中的活動。同時研究某些神經(jīng)、體液、化學物質以及溫度改變消化道平滑肌自動節(jié)律性、伸展性等生理特性的影響。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，生物信號采集處理系統(tǒng)，恒溫平滑肌槽或麥氏浴槽，氧氣瓶，螺旋夾，張力換能器（量程為 25g以下)，燒杯，溫度計，乳膠管，樂氏液，1:10000腎上腺素，1:10000乙酰膽堿，1mol/L氫氧化鈉溶液，1:10000阿托品。
【實驗步驟】
1．麥氏浴槽或恒溫平滑肌槽的準備
（1)麥氏浴槽 將麥氏浴槽置于水浴裝置內，水浴裝置中水的溫度恒定在38℃～39℃之間，在麥氏浴槽內盛38℃～39℃樂氏液，溫度計懸掛在浴槽內，用以監(jiān)測溫度的變化。氧氣瓶經(jīng)乳膠管緩慢向浴槽底部通氧氣，調節(jié)乳膠管上的螺旋夾，控制通氧氣速度，使氧氣氣泡一個接一個地通過中心管，為樂氏液供氧（圖2-17)。
|
槽的中心管加入樂氏液，外部容器中加裝
溫水，開啟電源加熱，浴槽溫度將自動穩(wěn)
定在38℃左右。將浴槽通氣管與氧氣瓶相
連接，調節(jié)橡皮管上的螺旋夾，使氣泡一
個接一個地通過中心管，為樂氏液供氧。
2．離體小腸標本制作 用木錘猛擊兔
頭枕部，使其昏迷后，迅速剖開腹腔，以
胃幽門與十二指腸交界處為起點，先將腸
系膜沿腸緣剪去，再剪取2Ocm～3Ocm腸管。
腸段取出后，置于38℃左右樂氏液內輕輕
漂洗，在腸管外壁用手輕輕擠壓以除去腸
管內容物。當腸腔內容物洗凈后，用38℃
左右的樂氏液浸浴，當腸管出現(xiàn)明顯活動時，
將其剪成約3cm長的腸段。實驗時，取出一
段長約3cm～4cm的腸段，用線結扎其兩端， 圖2-17 離體腸段灌流裝置
迅速將小腸一端的結扎線固定于通氣管的掛
鉤上，另一端固定于張力換能器上。適當調節(jié)換能器的高度，使腸段勿牽拉過緊或過松。調節(jié)通氣橡皮膠管上的螺旋夾，使氣泡逐個地逸出至浴管內，以供給標本足夠的氧氣。
3. 連接實驗儀器裝置 張力換能器接到生物信號采集處理系統(tǒng)第1通道上，記錄離體小腸平滑肌的收縮曲線。
4．打開計算機，啟動生物信號采集處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，按計算機提示逐步進入消化道平滑肌的生理特性的實驗項目。參數(shù)設置見表2-9（可根據(jù)實驗實際情況調整各參數(shù))。
| 參數(shù) | MSP600 | Medlab系統(tǒng) | BL-410系統(tǒng) | |
| 采 樣 參 數(shù) | 顯示方式 掃描速度 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù)(增益) Y軸壓縮比 濾波 | 同步觸發(fā)示波 50ms 20:1 通道1 DC 張力 100 30Hz | 記錄儀 50ms 20:1 通道2 DC 張力 50～100 4:1 | 2.5s/div 通道1 DC 張力 100 30Hz |
表2-9 儀器參數(shù)設置表
【觀察項目】
1．自動節(jié)律性收縮曲線 描記一段離體小腸平滑肌的自動節(jié)律性收縮曲線。注意基線的水平，收縮曲線的基線升高，表示小腸平滑肌緊張性升高；相反，收縮曲線的基線下移，表示緊張性降低。同時應觀察收縮曲線的節(jié)律、波形、頻率和幅度。
2．溫度的作用 將浴槽中的樂氏液更換成25℃樂氏液，觀察收縮曲線的節(jié)律、波形、頻率和幅度。再更換成42℃樂氏液，觀察小腸平滑肌收縮曲線的變化。最后再更換成38℃樂氏液，待小腸平滑肌的收縮曲線恢復正常后，再進行以下各項實驗（均在38℃條件下進行)。
3. 乙酰膽堿 用滴管向浴槽內滴1:10000乙酰膽堿溶液2滴，觀察小腸平滑肌活動的變化。待作用明顯后，立即從浴槽排水管放出含有乙酰膽堿的樂氏液，加入預先準備好的38℃樂氏液，如此反復沖洗3次，以洗滌或稀釋殘留的乙酰膽堿，使達到無效濃度。待小腸平滑肌的收縮曲線恢復至對照水平時，再進行下一項試驗（以下各項均以同樣方法進行洗滌)。
4．阿托品 用滴管向浴槽內滴入1:10000阿托品2～4滴，觀察小腸平滑肌活動的變化。待作用明顯后，再加入1：10000乙酰膽堿溶液2滴，觀察小腸平滑肌的收縮曲線有無變化。
5．腎上腺素 在浴槽中加入1:10000腎上腺素溶液2滴，觀察觀察小腸平滑肌活動的變化。
6．鹽酸 在浴槽中加1mol/L鹽酸溶液2滴。觀察小腸平滑肌的反應。待效果明顯后立即更換新的樂氏液。
7．氫氧化鈉的作用 在浴槽中加1mol/L 氫氧化鈉溶液 2滴，觀察小腸平滑肌的反應。待效果明顯后立即更換新的樂氏液。
【注意事項】
1. 在加藥之前應先準備好38℃樂氏液，以備實驗中更換用液。
2．每次實驗效果明顯后，應立即更換浴槽內的樂氏液，并沖洗2～3次，以免平滑肌出現(xiàn)不可逆反應。
3．實驗過程中應力求保持樂氏液的溫度穩(wěn)定、液面的高度固定、通氧速度恒定。實驗中可根據(jù)平滑肌的反應曲線改變各藥液的加入量，實驗效果明顯后，更換樂氏液要快，以免平滑肌出現(xiàn)不可逆反應。
【思考題】
1．胃腸平滑肌有哪些生理特性？
2．阿托品、乙酰膽堿、腎上腺素對小腸平滑肌的收縮曲線有何影響？根據(jù)哺乳類動物小腸平滑肌的神經(jīng)支配及神經(jīng)遞質的知識，討論這些藥品引起小腸平滑肌收縮曲線改變的機制。
3．溫度、酸堿度改變對小腸平滑肌收縮曲線有何影響？請討論小腸內理化環(huán)境與小腸平滑肌生理特性間的關系。
4. 加入阿托品后再加入乙酰膽堿對小腸平滑肌的收縮曲線各有何影響？ 為什么？ 如將加藥順序顛倒，小腸平滑肌的收縮曲線將如何改變？ 為什么？
（肖愛嬌)
實驗13 大鼠胃運動的記錄方法
【實驗目的】
1．學習大鼠胃運動的記錄方法。
2．觀察胃的自主運動曲線，研究神經(jīng)、體液因素對胃運動的影響。
【實驗原理】
胃的運動受神經(jīng)、體液因素的調節(jié)。各級腦中樞對胃運動的調節(jié)是通過交感神經(jīng)和迷走神經(jīng)傳出的。在神經(jīng)調節(jié)中，副交感神經(jīng)通過釋放乙酰膽堿使其運動加強，交感神經(jīng)通過釋放去甲腎上腺素使其運動減弱。體液因素乙酰膽堿、去甲腎上腺素對胃的運動也有影響。
【實驗對象】
大鼠。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，鼠固定板，保護電極， 壓力換能器，注射器（20ml，1ml)，高彈乳膠水囊，生物信號采集處理系統(tǒng)，20﹪氨基甲酸乙酯，1:10000乙酰膽堿，1:10000腎上腺素，阿托品，利血平注射液，生理鹽水。
【實驗步驟】
1．麻醉 將大鼠用20﹪氨基甲酸乙酯(1g/kg)腹腔注射麻醉, 待動物麻醉后, 進行實驗。
2．分離膈下迷走神經(jīng) 在靠近賁門部的食管周圍分離迷走神經(jīng)的腹側支和背側支。
3．將高彈乳膠水囊(容積約 0.5ml) 置于腺胃末端, 相當于胃竇部, 水囊一端連一聚乙烯管, 從腹壁引出與壓力換能器聯(lián)接, 后者與生物信號采集處理系統(tǒng)連接。
4．打開計算機，啟動生物信號采集處理系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，按計算機提示逐步進入胃運動觀察的實驗項目。
5．記錄胃運動 待胃運動曲線穩(wěn)定20min～30min后，胃內基礎壓力維持在0.98kPa左右，開始記錄。
【觀察項目】
1．記錄正常胃運動曲線 觀察正常情況下的胃運動曲線。
2．刺激迷走神經(jīng) 電刺激膈下迷走神經(jīng)，觀察、記錄胃運動曲線。再切斷膈下迷走神經(jīng), 觀察、記錄胃運動曲線。
3．阻斷交感神經(jīng)遞質 實驗組大鼠分別在實驗前48 h (1.5 mg/kg)和24 h (5 mg/kg)兩次腹腔注射利血平, 耗竭大鼠體內的交感神經(jīng)遞質去甲腎上腺素。觀察胃運動的變化。
4．乙酰膽堿 在胃上滴加1:10000乙酰膽堿5～10滴，觀察乙酰膽堿對胃運動的影響。在此基礎上，滴加阿托品5～10滴，觀察胃運動的變化。
5．腎上腺素 在胃上滴加1:10000腎上腺素5～10滴，觀察腎上腺素對胃運動的影響。
【注意事項】
1．動物麻醉宜淺，可用低于5ml/kg體重的劑量進行麻醉。
2．避免牽拉腹內臟器，以免影響實驗結果。
3．注意辨別膈下迷走神經(jīng)，并進行鈍性分離。
4．每項實驗后，待胃運動曲線恢復正常后，再進行下一項實驗。
【思考題】
1．刺激迷走神經(jīng)對胃運動曲線有何影響？簡述其作用機制。
2．乙酰膽堿、阿托品和腎上腺素對胃運動曲線各有何影響？為什么？
3. 利血平通過什么原理耗竭神經(jīng)遞質？
（肖愛嬌)
實驗14 小白鼠能量代謝的測定
【實驗目的】
了解測定能量代謝的方法。
【實驗原理】
機體內的能量代謝與耗氧量有特定的關系，可能通過測定一定時間內的耗氧量，間接地計算出能量代謝率。
【實驗對象】
小白鼠。
【實驗用品】
m.52667788.cn廣口瓶，橡皮塞，玻璃管，橡皮管，彈簧夾，水檢壓計，10ml注射器，液體石蠟，計時器，碳酸鈉鈣（鈉石灰)。
【實驗步驟】
1．按圖2-18連接實驗裝置：將廣口瓶塞用打孔器打兩個孔，插入玻璃管，在玻璃管上連接橡皮管，再用橡皮管分別連注射器和水檢壓計。用石蠟密封可能漏氣的接口等處，使該裝置連接嚴密而不漏氣（在注射器內也應涂抹少量液體石蠟,以防止漏氣)。注射器內裝10ml空氣。
2．將小白鼠放入廣口瓶內，蓋緊廣口瓶瓶塞，打開A、B兩夾。
【觀察項目】
1. 測定4分鐘的耗氧量：待小白鼠安靜后,夾緊A、B兩夾，記下時間。觀察4分鐘內水檢壓計所示壓力的變化。由于小白鼠代謝消耗O2，而所產生的CO2又被鈉石灰吸收，所以廣口瓶內氣體減少，因此可見廣口瓶一側的水柱升高。在4分鐘末打開B夾，立刻將注射器內空氣注入，使水檢壓計兩側液面相平為止。所注入空氣量即是4分鐘內小白鼠的耗氧量。重復三次取平均值。
2．計算：假定小白鼠所食為混合食物，呼吸商為0.82，每消耗1L氧所產生的熱量為2.02×104J(4.825kcal)，那么把24小時總耗氧量乘以2.02×104J(4.825kcal)即得出24小時的產熱量。
【注意事項】
1．鈉石灰要新鮮干燥。
2．在實驗開始前要預先檢查實驗裝置是否漏氣。
3．動物的能量代謝上、下午不同，與實驗室溫度也有關系，應予以注意。
【思考題】
1．間接測熱法的原理是什么？
2．瓶中放鈉石灰的作用是什么？為什么一定要用新鮮干燥的鈉石灰？
(伍慶華)
實驗15 影響家兔動脈血壓、泌尿機能因素的觀察
【實驗目的】
學習哺乳動物動脈血壓的直接測量方法，輸尿管插管或膀胱插管技術，觀察神經(jīng)和體液因素對動脈血壓、尿生成的影響，進一步認識和理解影響動脈血壓、尿生成因素的作用機制。
【實驗原理】
動脈血壓是心血管功能活動的綜合指標。正常心、血管的活動在神經(jīng)、體液因素的調節(jié)控制下，保持相對穩(wěn)定，動脈血壓相對恒定。
尿生成過程包括腎小球濾過、腎小管和集合管重吸收及分泌、排泄過程。腎小球濾過作用受濾過膜通透性、腎小球有效濾過壓和腎小球血漿流量等因素的影響。腎小管和集合管重吸收受小管液的溶質濃度和血液中血管升壓素及腎素-血管緊張素-醛固酮系統(tǒng)等因素的影響。任何影響這些過程的因素都會影響尿量的變化。
因此通過改變神經(jīng)、體液因素或施加藥物，可同時觀察動脈血壓和尿量的改變，以間接反映諸因素對心血管功能活動和腎臟功能的調節(jié)及影響。如靜脈注射去甲腎上腺素，主要激活α受體，因而使外周阻力增加，動脈血壓增加。同時，使腎血管收縮，腎血流量減少，腎小球濾過減少，也可作用于近端腎小管和髓袢細胞膜上的腎上腺素能受體，增加近端小管和髓袢上皮細胞對Na+、Cl-和水的重吸收，使尿量減少。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，兔手術臺，生物信號采集系統(tǒng)，保護電極，鐵支架，試管夾，氣管插管，動脈夾，三通開關，動脈導管，放血插管，注射器（lml，5ml，20ml)及針頭，有色絲線，紗布，棉花，膀胱插管，輸尿管導管（或細塑料管)， 1:10000去甲腎上腺素溶液，生理鹽水，20﹪氨基甲酸乙酯，肝素生理鹽水，0.1﹪肝素溶液，50﹪葡萄糖溶液，垂體后葉素，呋塞米，尿糖試紙。
【實驗步驟】
1．手術
（1)動物的麻醉與固定 用20﹪氨基甲酸乙酯1g/kg體重（5ml/kg)由兔耳緣靜脈注射。動物麻醉后，仰臥位固定于手術臺上。
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⑶分離頸部神經(jīng)和血管 在氣管兩側辨別并分離頸總動脈、迷走神經(jīng)、交感神經(jīng)和減壓神經(jīng)(圖2-19)。三條神經(jīng)中，迷走神經(jīng)最粗，交感神經(jīng)次之，減壓神經(jīng)最細，常與交感神經(jīng)緊貼在一起。分別在各神經(jīng)下方穿以不同顏色的絲線備用。分離時特別注意不要過度牽拉，并隨時用生理鹽水濕潤。頸總動脈下方穿兩條線備用。
（4)插動脈插管 在氣管旁分離兩側頸總動脈，靜脈注射肝素（1OOOu/kg體重)以抗血凝。在左側頸總動脈的近心端夾一動脈夾，并在動脈夾遠心端距動脈夾約3cm處結扎。用小剪刀在結扎線的近側剪一小口，向心臟方向插入充滿肝素生理鹽水的動脈插管（已連接血壓換能器)。用備用的線結扎固定。
（5)輸尿管插管法 腹部剪毛，自恥骨聯(lián)合上緣沿正中線向上作一長約5cm的皮膚切口，再沿腹白線剪開腹壁和腹膜（勿損傷腹腔臟器)，找到膀胱，將膀胱向下翻出腹外。暴露膀胱三角，辨認輸尿管，并向腎的方向仔細地分離兩側輸尿管2cm～3cm。用線將輸尿管近膀胱端結扎，然后在結扎上方的管壁處斜剪一小切口，把充滿生理鹽水的細塑料管向腎臟方向插入輸尿管內，用線結扎、固定好。再以同樣方法插好另一側輸尿管。兩側的細塑料插管可用Y形管連起來，然后連到記滴器上記滴。此時，可看到尿液從細塑料管中慢慢逐滴流出。手術完畢后，將膀胱與臟器送回腹腔，用溫生理鹽水紗布覆蓋在腹部創(chuàng)口上，以保持腹腔內溫度。
也可用膀胱插管法導尿：同上述輸尿管插管法，切開腹壁將膀胱輕移至腹壁上。先辨認膀胱和輸尿管的解剖部位，用棉線結扎膀胱頸部，以阻斷它與尿道的通路，然后在膀胱頂部選擇血管較少處剪一縱行小切口，插入膀胱插管（可用一滴管代替)，插管口最好正對著輸尿管在膀胱的入口處，但不要緊貼膀胱后壁而堵塞輸尿管。將切口邊緣用線固定在管壁上。膀胱插管的另一端用導管連接至記滴器記滴。此時，可看到尿液從插管中緩慢逐滴流出。手術完畢后，用溫熱的生理鹽水紗布覆蓋在腹部的膀胱與臟器上，以保持溫度。
（6)股動脈插管 在后肢腹股溝部切開皮膚3cm～5cm，用血管鉗分離皮下組織及筋膜，可看到股神經(jīng)、股靜脈和股動脈，股動脈的位置在中間偏后，恰被股神經(jīng)和股靜脈所遮蓋。小心分離出股動脈約2cm～3cm，穿線備用。用兩個動脈夾分別夾閉末梢端和近心端，在兩個動脈夾之間剪一斜口，向近心端方向插入股動脈插管，并結扎固定；插管所連導管的末端置于量杯中，為防止血液凝固，可在量杯中加入少許肝素。
2．連接實驗儀器裝置
將壓力換能器固定在鐵支架上，換能器的位置大致與心臟在同一水平。將動脈導管經(jīng)三通開關與壓力換能器正中的一個輸入接口相連，壓力換能器側管上的輸入接口與另一三通開關連接。壓力換能器的輸入信號插頭與生物信號采集系統(tǒng)的信號放大器輸入盒的某通道相連。用注射器通過三通開關向壓力換能器及動脈導管內注滿肝素生理鹽水，排盡氣泡，然后關閉三通開關備用。將刺激電極輸入端與生物信號采集系統(tǒng)或電刺激器的刺激輸出口相連，將刺激電極輸出端與保護電極相連。
打開計算機啟動生物信號采集系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，按計算機提示逐步進入影響尿生成的因素的實驗項目，在“增減通道”選擇“通道2”，進入壓力實驗項目。小心松開動脈夾，即可記錄動脈血壓曲線，尿量情況。
【觀察項目】
l．記錄動脈血壓曲線（kPa)和基礎尿量（滴/分鐘) 記錄動脈血壓曲線（kPa)同步記錄實驗前動物的基礎尿量（滴/分鐘)作為正常對照數(shù)據(jù)。
2．注射生理鹽水 從耳緣靜脈迅速注入37℃生理鹽水20ml，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
3. 注射50﹪葡萄糖溶液 用尿糖試紙接取1滴尿液進行尿糖測定（見附注)，然后從耳緣靜脈注射50﹪葡萄糖溶液5ml，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。在尿量明顯增多時，再用尿糖試紙接取1滴尿液進行尿糖測定。
4. 注射垂體后葉素 從耳緣靜脈注射垂體后葉素2單位，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
5. 靜脈注射呋塞米 從耳緣靜脈注射呋塞米（5mg/kg體重)，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
6. 靜脈注射去甲腎上腺素 由耳緣靜脈注入1:10000去甲腎上腺素0.3ml，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
7．夾閉頸總動脈 用動脈夾夾閉右側頸總動脈15s，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
8. 電刺激減壓神經(jīng) 用設置的串刺激刺激減壓神經(jīng)，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。在神經(jīng)中部雙結扎并中間剪斷，分別刺激其中樞端與外周端，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
9．電刺激迷走神經(jīng) 結扎并剪斷右側迷走神經(jīng)．電刺激其外周端，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
10．動脈插管放血 分離一側股動脈，插管放血，使動脈血壓迅速下降至10.7 kPa以下，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。當停止放血后，繼續(xù)記錄一段時間。
11. 補充循環(huán)血量 從耳緣靜脈注入37℃生理鹽水以補充循環(huán)血量，觀察記錄動脈血壓、尿量的變化。
【注意事項】
1．麻醉藥注射量要準，速度要慢，同時注意呼吸變化，以免過量引起動物死亡。如實驗時間過長，動物蘇醒掙扎，可適量補充麻醉藥。
2．在整個實驗過程中，要保持動脈插管與動脈方向一致，防止刺破血管或引起壓力傳遞障礙。
3．注意保護神經(jīng)不要過度牽拉，并經(jīng)常保持濕潤。
4．為保證動物在實驗時有充分的尿液排出，實驗前應給家兔多喂青菜，或用橡皮導管向胃灌入清水40ml～50ml，以增加其基礎尿量。
5. 手術操作要輕柔，腹部切口不可過大，不要過度牽拉輸尿管，以免因輸尿管攣縮而不能導出尿液。剪腹膜時，注意勿傷及內臟。
6．輸尿管插管時，應仔細辨認輸尿管，要將插管插入輸尿管管腔內，注意不要插入管壁與周圍結締組織間，也不要扭曲輸尿管，否則可能會妨礙尿液排出。
7. 本實驗需多次兔耳緣靜脈注射，故需注意保護耳緣靜脈，開始注射時應盡量從耳尖部位開始，再逐步向耳根移行，以免造成后期注射困難，或選用小兒頭皮針刺入耳緣靜脈固定，以便于多次注射使用。
8. 每項實驗前均應有對照數(shù)據(jù)和記錄，原則上是前一項藥物作用基本消失，尿量和血壓基本恢復到正常水平后再進行下一項實驗。
9．盛接動脈放血的容器應加入一定量的肝素抗凝，并在放血過程中，輕輕搖動容器以使肝素與血液均勻地混合。
【思考題】
1．夾閉一側頸總動脈，血壓發(fā)生什么變化？機制如何？
2．刺激兔完整的降減壓神經(jīng)及其中樞端和外周端，血壓各有何變化？為什么？
3．為何預先切斷迷走神經(jīng)，再刺激其外周端？血壓有何變化？為什么？
4．尿的生成受哪些因素的影響或調節(jié)？其機制是什么？
5. 注射50﹪葡萄糖溶液前后為什么要作尿糖定性試驗？ 尿糖和尿量之間有何關系？
6.分析上述各實驗結果的原因。
【附注】 尿糖試驗方法 用 “尿糖試紙”測定尿中葡萄糖。取一條試紙，用試紙的粉紅色測試區(qū)沾取一滴剛流出的新鮮尿液，觀察粉紅色測試區(qū)的顏色，若粉紅色測試區(qū)轉為暗紅色或黑色，則表示尿糖實驗陽性（尿糖含量可經(jīng)比色卡測知)。若粉紅色測試區(qū)顏色不變，則為尿糖陰性（-)。
(伍慶華)
實驗16 去小腦動物的觀察
【實驗目的】
觀察毀壞小白鼠一側小腦后肌緊張和平衡功能障礙現(xiàn)象，了解小腦對軀體運動的調節(jié)機能。
【實驗原理】
小腦是軀體運動的重要調節(jié)中樞之一，它與大腦皮質運動區(qū)、腦干網(wǎng)狀結構、脊髓和前庭器官有廣泛的聯(lián)系。古小腦（絨球小結葉)調節(jié)身體的平衡；舊小腦參與調節(jié)肌緊張和隨意運動的協(xié)調，新小腦參與隨意運動的設計。小腦損傷后可發(fā)生軀體運動障礙，表現(xiàn)為身體平衡失調，肌張力增強或減弱以及共濟失調等癥狀。
【實驗對象】
小白鼠。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，鼠手術臺，探針，干棉球，紗布，200ml燒杯，乙醚。
【實驗步驟】
1．術前觀察 手術前觀察正常小鼠的運動情況(姿勢、肌張力和運動的表現(xiàn))。
2．麻醉 將小白鼠罩于燒杯內，然后放入一團浸透乙醚的棉球，待其呼吸變?yōu)樯疃也辉儆须S意運動時，將其取出。
3．手術 將小白鼠俯臥于鼠臺上，用鑷子提起頭部皮膚，用剪刀在兩耳之間頭正中橫剪一小口，再沿正中線向前方剪開長約1cm, 向后剪至枕部耳后緣水平，將頭部固定，用手術刀背剝離頸肌，暴露頂間骨，通過透明的顱骨可看到頂間骨下方的小腦，再從頂間骨一側的正中，用探針垂直刺入深約3mm～4mm，再將探針稍作攪動，以破壞該側小腦。探針拔出后用棉球壓迫止血（圖2-20)。
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待小白鼠清醒后觀察其運動情況，觀察行走是否平衡，有無旋轉或翻滾，站立姿勢以及肢體肌緊張度的變化。
【注意事項】
1．麻醉不可過深，以防死亡，也不要完全密閉燒杯，避免窒息死亡。
2．搗毀小腦時不可刺入過深，以免傷及中腦、延髓或對側小腦，也不能過淺，小腦未被損傷，反而成為刺激作用。
3．手術時應被免損傷硬腦膜竇，注意止血。
【思考題】
1．一側小腦損傷會導致動物軀體運動和站立姿勢發(fā)生何種變化？為什么？
2．小腦在調節(jié)軀體運動中有哪些功能？
3．從本實驗說明小腦萎縮有何臨床表現(xiàn)？
(伍慶華)
實驗17 兔大腦皮層運動區(qū)的刺激效應及去大腦僵直
【實驗目的】
1．通過電刺激兔大腦皮層不同部位，觀察大腦皮層運動區(qū)的刺激效應，了解皮層運動區(qū)對軀體運動的調節(jié)作用。
2．觀察去大腦僵直現(xiàn)象，了解高位中樞對肌緊張的調節(jié)作用。
【實驗原理】
1．大腦皮層運動區(qū)是調節(jié)軀體運動機能的高級中樞，在人和高等動物它主要位于中央前回和運動前區(qū)。它通過錐體系及錐體外系下行通路，控制腦干和脊髓運動神經(jīng)元的活動，從而控制肌肉運動。這些皮層部位呈有秩序的排列，稱為皮層運動區(qū)機能定位或運動的軀體定位結構。在大腦皮層運動區(qū)有精細的功能定位，電刺激大腦皮層運動區(qū)不同部位，能引起特定的肌肉或肌群收縮。功能代表區(qū)的大小與運動的精細復雜程度有關，運動愈精細和（或)愈復雜的肌肉，其代表區(qū)的面積愈大。在較低等的哺乳動物，如兔和大鼠，其大腦皮層運動區(qū)機能定位已初步形成，因此可以借以了解高等動物的大腦皮層運動機能的生理特性。
2．中樞神經(jīng)系統(tǒng)主要是腦干及其以上結構對伸肌的緊張性具有易化和抑制兩種作用，通過這兩種作用調節(jié)著伸肌的緊張程度，以維持姿勢和協(xié)調機體的運動。腦干網(wǎng)狀結構是這兩種作用發(fā)生功能聯(lián)系的一個重要整合機構。如在動物中腦上、下丘之間切斷動物的腦干（該動物稱為去大腦動物)，則抑制肌緊張的作用減弱而易化肌緊張的作用相對加強，表現(xiàn)為動物的四肢伸直，頭尾昂起，脊柱挺硬，即角弓反張的現(xiàn)象，這是一種伸肌緊張亢進狀態(tài)，稱為去大腦僵直。進一步可用實驗的方法證明去大腦僵直形成的脊髓通路。
【實驗對象】
家兔。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，顱骨鉆，小咬骨鉗，明膠海綿，紗布，生理鹽水，20﹪氨基甲酸乙酯，氣管插管，絲線，電刺激器，同心圓電極，骨蠟，液體石蠟。
【實驗步驟】
1．麻醉動物 耳緣靜脈注射20﹪氨基甲酸乙酯4ml/kg體重，達到淺麻醉狀態(tài)。
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3．頭部手術
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【觀察項目】
1．將同心圓電極的連線與電刺激器相連。參考電極放于兔的背部，剪去此處的毛并用少許生理鹽水濕潤以便接觸良好。用同心圓電極接觸到皮層表面，逐點刺激一側大腦皮層的不同部位。
2．刺激參數(shù)：波寬0.1ms～0.2ms，刺激頻率20Hz～50Hz，刺激強度10V～20V，每次刺激持續(xù)5s～10s，每次刺激后休息1min～2min。觀察刺激不同部位引起的肢體和頭面部運動的情況，并將觀察的結果標記在皮層輪廓圖上(圖2-21)。
3．在另一側大腦皮層重復上述實驗。
4．將兔擺放成側臥位，幾分鐘后可見兔的軀干和四肢逐漸變硬伸直，前肢較后肢更明顯，頭昂舉，尾上翹，呈角弓反張狀態(tài)，即為去大腦僵直現(xiàn)象（圖2-22)。
5．明顯的僵直現(xiàn)象出現(xiàn)后，在下丘稍后方再次切斷腦干，觀察肌緊張變化。
【注意事項】
1．動物麻醉不宜過深，也不宜過淺，呈中等麻醉狀態(tài)，即表現(xiàn)為動物瞳孔擴大，夾趾反應引起的屈肌反射減弱，肌張力中度松弛而不是顯著松弛，角膜反射明顯減弱而不是完全消失。術中動物掙扎可給少許局部麻醉。
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3．刺激點自頭部前端向后部，自內向外按順序刺激，每隔0.5mm為一點，每次刺激由弱漸強，以出現(xiàn)反應為度，每次刺激持續(xù)5s～10s才能確定有無反應， 因為刺激大腦皮層引起骨骼肌收縮的潛伏期較長。
4．顱骨擴大創(chuàng)面出血較多時，可先行短暫夾閉雙側頸總動脈，開顱術后即松開動脈夾恢復血流。
5．刺激電極間距宜小，但勿短路。
6．咬骨接近骨中線和枕骨時尤需防止傷及矢狀竇而致大出血，應暫時保留矢狀竇處的顱骨，細心將矢狀竇與頭骨內壁剝離，然后再輕輕去除保留的顱骨，并在矢狀竇的前后兩端各穿一線結扎。
7．橫斷腦干幾分鐘后，僵直仍不明顯時，可試用牽拉四肢（肢體伸肌傳入)，扭動頸部（頸肌傳入)，動物仰臥（前庭傳入)等辦法，使僵直易于出現(xiàn)。
8．切斷部位要準確，過低將傷及延髓，導致呼吸停止，過高則不出現(xiàn)去大腦僵直現(xiàn)象。如動物橫斷腦干后5min～10min仍不出現(xiàn)僵直現(xiàn)象，呼吸尚平穩(wěn)，可在原切斷面再向后2mm處重新再切一刀。
【思考題】
1．為什么刺激大腦皮層引起的肢體運動往往有左右交叉現(xiàn)象？
2．根據(jù)實驗結果，分析大腦皮層運動區(qū)有何特征？
3．刺激大腦皮層引起骨骼肌收縮的神經(jīng)路徑是什么？
4．產生去大腦僵直的機制是什么？
5．什么叫α僵直和γ僵直？去大腦僵直應屬于哪種僵直？為什么？
6．將動物脊髓的背根切斷，會出現(xiàn)什么結果？
（伍慶華)
實驗18 耳蝸微音器電位和聽神經(jīng)動作電位
【實驗目的】
1．了解耳蝸微音器電位的記錄方法。
2．觀察微音器電位與聽神經(jīng)動作電位的特點及關系。
3．理解微音器電位和微音器效應的原理。
【實驗原理】
耳蝸是聽覺系統(tǒng)的感音換能部位，當受到刺激后，可由置于耳蝸及其附近的電極引導出一系列電位波動，主要包括耳蝸微音器電位和聽神經(jīng)復合動作電位。微音器電位實際是耳蝸內的毛細胞將聲波刺激的機械能轉換為聽神經(jīng)沖動過程中所產生的感受器電位，其特點是其波形、頻率、位相等均與刺激的聲波一致，電位的幅度隨聲音刺激的強度而升高，無潛伏期，無不應期，不易發(fā)生疲勞和適應。聽神經(jīng)動作電位是繼微音器電位后出現(xiàn)的一組雙向電位波動，是眾多聽神經(jīng)的復合動作電位，其幅度隨聲音刺激強度而增高。其電位大小能反應被興奮的神經(jīng)纖維數(shù)目的多少。
【實驗對象】
豚鼠。
【實驗用品】
哺乳類動物手術器械，小骨鉆，引導電極（涂有絕緣層的針灸針或銀球電極)，參考電極與接地電極（用針灸針代替)，蛙板，生物信號采集系統(tǒng)，揚聲器或耳塞，燒杯，紗布，注射器，膠泥，20﹪氨基甲酸乙酯。
【實驗步驟】
1．耳部手術 取體重約300g～400g健康的幼年豚鼠，用20﹪氨基甲酸乙酯按5ml/kg體重腹腔注射麻醉，將已麻醉的豚鼠側臥于蛙板上，剪去上面一側耳后部毛，沿耳廓根部的后部切開皮膚，分離皮下組織，刮凈肌肉，暴露顳骨乳突部，用小骨鉆在乳突上鉆一小孔，再仔細擴大為直徑為3mm～4mm的骨孔，該孔內部即為鼓室。
2．安放電極 將豚鼠頭部側握于左手，用右手把銀球電極前端稍稍彎曲，并將電極從骨孔插向深部，輕輕地安放在圓窗膜上（在骨孔前內側壁有一直徑約0.2cm的小孔，其上封閉的膜即為圓窗膜)，使銀球與圓窗膜相接觸，并用膠泥固定，參考電極置于手術切口肌肉或皮膚上，接地電極插入動物前肢（圖2-23)。
3．連接實驗儀器裝置 將電極（引導、參考、接地電極)與MSP600生物信號采集系統(tǒng)的某一通道接口相連（紅色夾子夾引導電極，白色夾子夾參考電極，黑色夾子夾接地電極)，刺激輸出端與耳塞相連。
4．打開計算機，啟動生物信號采集系統(tǒng)，點擊菜單“實驗模塊”，按計算機提示逐步進入記錄耳蝸微音器電位的實驗項目。選擇相應的采樣參數(shù)和刺激參數(shù)進行實驗(表2-10)。
【觀察項目】
1．短聲刺激 將耳機對準動物外耳道，啟動刺激器輸出，調節(jié)幅度，給予動物適當?shù)亩搪暣碳ぁＴ谄聊簧峡煽吹酱碳污E后的微音器電位，以及在它后面的聽神經(jīng)動作電位。反轉刺激器輸出的極性或交換耳機兩端的接線改變聲音的相位，可看到微音器電位的相位倒轉180°，而聽神經(jīng)動作電位的相位沒有變化。
2．語音刺激 直接對豚鼠外耳道說話或唱歌，采用連續(xù)采樣方式采樣，在屏幕上可見到與所給聲音的頻率和振幅相應的電位變化。
表2-10 儀 器 參 數(shù) 設 置 表
| 系統(tǒng) | 采樣參數(shù) | 刺激參數(shù) | |||
| MSP600 | 增益 時間常數(shù) 濾波 | 2000 0.01 3kHz | 模式 方式 波形 延時 波寬 強度 | 弱電壓刺激 單刺激 矩形波 100.00ms 1.00ms 3.000V | |
| MedLab | 顯示方式 采樣間隔 X軸壓縮比 通道 DC/AC 處理名稱 放大倍數(shù) Y軸壓縮比 | 示波器（疊加觸發(fā)) 20μs 50:1 通道1 通道4 AC 記錄刺激標記 耳蝸電位 刺激標記 10 000 5～50 4:1 64:1 | 刺激模式 主周期 波寬 幅度 間隔 脈沖數(shù) 延時 周期數(shù) | 主周期刺激 ２Ｓ 0.1ms 0.5V 50ms 1 1ms 連續(xù) | |
| BL-410 | 放大倍數(shù) 時間常數(shù) 濾波 掃描速度 | 2000 0.1s 1kHz 10 ms/div | 刺激方式 幅度 波寬 延時 | 單刺激 3V 1ms 100ms | |
【注意事項】
1．挑選豚鼠時可擊掌測試其反應，選取聽覺靈敏度較好的動物
2．骨孔周圍組織必須刮凈，避免產生滲出液進入鼓室而影響試驗。
3．引導電極注意絕緣，防止發(fā)生短路。
4．安置引導電極時，應謹慎精確，線路事先安裝好，電極沿水平再稍向內，上前方正好接觸圓窗的后外沿即可，切勿將圓窗膜戳破，以免淋巴流出，使電位減小和實驗時程縮短。
【思考題】
1．何謂微音器電位？試解釋其產生原理。
2．微音器電位和聽神經(jīng)動作電位有何特點、區(qū)別與聯(lián)系？
(伍慶華)
實驗19 腎上腺摘除動物的觀察
【實驗目的】
1．學習腎上腺摘除的方法。
2．通過觀察摘除腎上腺，造成動物腎上腺功能缺損，對動物存活率、姿態(tài)活動、肌肉緊張度及游泳運動的影響，了解腎上腺的重要生理功能。
【實驗原理】
腎上腺分皮質和髓質兩部分。腎上腺皮質分泌的激素與水鹽代謝和物質代謝和應激功能密切相關，為維持機體生命活動所必需。而腎上腺髓質的內分泌功能是通過嗜鉻細胞分泌腎上腺素和去甲腎上腺素來實現(xiàn)的。動物摘除腎上腺后，腎上腺皮質功能失調現(xiàn)象會迅速出現(xiàn)，而腎上腺髓質功能失調現(xiàn)象對機體的影響較小。
【實驗對象】
小白鼠或大白鼠。
【實驗用品】
手術器械一套，蛙板，大燒杯（500ml)，秒表，冰水，動物秤，棉球，生理鹽水，75﹪乙醇，乙醚。
【實驗步驟】
1．動物分組 選擇成熟、健康體重30g的小白鼠（大白鼠體重150g～200g)20只，分別稱重編號后分為對照組和實驗組，每組各10只，雌雄數(shù)量各半。
2．摘除動物兩側腎上腺
（1)取實驗組小白鼠（大白鼠)用乙醚麻醉后，取俯臥位固定于蛙板上，剪去背部的
毛。
（2)在小白鼠（大白鼠)背部胸腰椎交界處正中線作一長約1cm～2cm的皮膚切口。
（3)牽動皮膚切口，暴露左側肋骨下緣靠肋脊角處，分離肌肉，直至腹腔內，略將內臟上推，找到腎臟，在腎臟上方靠脊柱側，可見一粉黃色的腎上腺。
（4)用眼科鑷將腎上腺摘除，注意不要弄破被膜。如有出血以小棉球輕壓止血。
（5)同法摘除對側腎上腺。
（6)縫合背部切口，并用75﹪乙醇消毒。
（7)對照組小白鼠（大白鼠)也進行與實驗組相同的手術創(chuàng)傷，但不摘除腎上腺。
3．術后動物飼養(yǎng) 術后兩組動物在相同條件下飼養(yǎng)1周，室溫應盡量保持在20℃～25℃，喂以高熱量和高蛋白飼料，飲水供應充分。
【觀察項目】
1．觀察腎上腺摘除對動物存活率的影響 動物經(jīng)上述手術后飼養(yǎng)7d，于第8d分別統(tǒng)計兩組動物的存活率，并將存活的動物分別稱體重。比較實驗組與對照組的存活率和體重增減情況。
2．觀察腎上腺摘除對禁食2d的動物的姿態(tài)活動及肌肉緊張度的影響 對術后飼養(yǎng)7d仍存活的動物從第8d起停止喂食，只供飲水2d，第10d分別從實驗組和對照組各取動物2只，置于實驗桌上，觀察比較它們經(jīng)過2d禁食后活動姿態(tài)及肌肉緊張度等方面情況。
3．觀察腎上腺摘除對動物游泳運動的影響 將禁食2d的兩組動物各取3只投入盛由4℃～5℃冷水的燒杯中，并按動秒表記錄各組動物在水中的游泳時間，直至該組動物全部溺水下沉時止。比較兩組動物游泳運動時間。
4．觀察動物游泳運動后恢復情況 將溺水下沉的動物及時撈起后，分別觀察記錄兩組動物恢復活動的時間和活動情況，并進行比較。
【注意事項】
1．麻醉勿過深。
2．進行腎上腺摘除術時動作要輕柔，勿用力按壓動物，以避免動物窒息致死。
3．分離背部肌層，尋找腎上腺時，注意避開該處附近的血管，盡量減少出血。
4．術后的動物盡可能分籠單獨飼養(yǎng)，以免其互相撕咬致死。
5．保持實驗組和對照組動物飼養(yǎng)的自然環(huán)境相同。
6．不要損害腎上腺的完整，剝離時要結扎血管后再剝離。
【思考題】
1．摘除腎上腺后的動物與保留腎上腺的動物在冷水中的游泳能力及溺水后恢復活動的時間有何差異？分析其原因。
2．如果只摘除動物的腎上腺髓質而保留皮質，其對寒冷刺激的耐受力如何？為什么？
3．根據(jù)實驗說明了腎上腺具有什么功能？
(伍慶華)
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